МИНИСТЕРСТВО СЕЛЬСКОГО ХОЗЯЙСТВА
РОССИЙСКОЙ ФЕДЕРАЦИИ
ФГБОУ ВПО «ОРЕНБУРГСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ
АГРАРНЫЙ УНИВЕРСИТЕТ»
На правах рукописи
МУХАМЕТОВ
Аскар Илнукеевич
МОРФОФУНКЦИОНАЛЬНАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА
НАДПОЧЕЧНИКОВ КРОЛИКОВ
В УСЛОВИЯХ СТРЕССА И ЕГО КОРРЕКЦИИ
06.02.01. – диагностика болезней и терапия животных,
патология, онкология и морфология животных
ДИССЕРТАЦИЯ
на соискание ученой степени кандидата биологических наук
Научный руководитель:
доктор биологических наук,
профессор Л.Л. Абрамова
Оренбург – 2015
ОГЛАВЛЕНИЕ
ОГЛАВЛЕНИЕ
2
Перечень условных обозначений, использованных в диссертации
3
ВВЕДЕНИЕ
4
1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
11
1.1Морфология и интраорганная васкуляризация надпочечников
неполовозрелых самок млекопитающих…………………………………..
1.2Цито- и гистофизиология эндокриноцитов коркового вещества и
медулы надпочечников………………………………………………………
1.3Гормональная регуляция продукции гормонов эндокриноцитами
клубочковой, пучковой и сетчатой зон коркового вещества и медулы
надпочечников млекопитающих…………………………………………….
1.4Влияние стресса и его коррекции на цитофизиологию
эндокриноцитов коркового и мозгового вещества адреналовых желёз….
1.5 Морфологические и биохимические показатели сыворотки крови
самок млекопитающих при стрессе и в условиях его коррекции…………
1.6 Заключение к обзору литературы………………………………………
11
2. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
44
3. РЕЗУЛЬТАТЫ СОБСТВЕННЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ
53
3.1 Анатомо-топографические особенности, источники экстраорганной
васкуляризации
адреналовых
желёз
самок
кроликов………………………………………………………………………
3.2 Морфофизиология надпочечников неполовозрелых крольчих………
53
20
29
33
39
43
59
3.3Морфофизиология адреналовых желёз
крольчих в условиях
72
индуцированной стресс-реакции……………………………………………
3.4Морфофункциональные
реактивные
изменения
структур
надпочечников крольчих при коррекции индуцированной стресс88
реакции препаратом «Лигфол»……………………………………………
3.5Заключение ………………………………………………..…………….. 105
4. ОБСУЖДЕНИЕ ПОЛУЧЕННЫХ РЕЗУЛЬТАТОВ
106
5. ПРАКТИЧЕСКИЕ РЕКОМЕНДАЦИИ
121
ВЫВОДЫ
123
БИБЛИОГРАФИЧЕСКИЙ СПИСОК
125
ПРИЛОЖЕНИЯ
164
2
ПЕРЕЧЕНЬ
условных обозначений, использованных в диссертации
Ø
V
АКТГ
ПРг
ДГЭА-с
КЗ
Hb
АсАТ
АлАТ
ГМЦР
σ
Cs
Cv
диаметр
объем
адренокортикотропный гормон гипофиза
прогестерон-0,1
дигидроэпиандростерон-сульфат гормон
кортизол
гемоглобин
аспартатовая трансаминаза
аланиновая трансаминаза
гемомикроциркуляторное русло
средняя арифметическая
стандартная ошибка средней арифметической
среднее статистическое отклонение
коэффициент точности
коэффициент вариаций
Th12-13 порядковые номера грудных позвонков
L 1-2
порядковые номера поясничных позвонков
3
ВВЕДЕНИЕ
Актуальность темы исследования. В современных условиях развития
промышленного и фермерского кролиководства транспортировка животных,
нарушения норм плотности посадки, гипертермические и другие воздействия
неизбежно приводят к возникновению у них стрессовых реакций, вследствие
чего у неполовозрелых самок может развиться бесплодие, патология
беременности и другие болезни.
Надпочечники - уникальные органы системы эндокринной регуляции,
жизненно важных процессов в организме млекопитающих (Дедов И.И.,
Фадеев В.В., Мельниченко Г.А. 2002; Милюков В.Е., Богданов А.В., 2011;
Милюков В.Е. и др., 2012). Они являются главными эффекторными железами
внутренней секреции при развитии стресс-реакции, клетки кортикального
слоя которых секретируют гормон кортизол, отвечающий за адаптацию,
резистентность и стрессустойчивость организма животного.
Стресс - необходимое звено адаптации организма к многообразным
факторам среды был назван Г. Селье «общим адаптационным синдромом».
Концепция стресса получила значительное развитие в целом ряде работ
отечественных и зарубежных авторов (Азарных Т.Д., 2012; Нестеров Ю.В. и
др., 2012; Macho L. et al., 2008; Liang, Z. et al., 2011; Walker C.-D., Anand
K.J.S., Plotsky P. M., 2011; Y. Kondo et al., 2013).
Несмотря на широту имеющихся данных о морфофункциональном
состоянии
клеточно-тканевого
ансамбля
адреналовых
желёз
(Рунов
Г.П.,Зиновьева О.В., 2006; Дедов И. И., Мельниченко Г.А., Фадеев В. В.,
2007; Фадеев В.В., 2008), недостаточно изученными остаются механизмы,
лежащие в основе тканевого адаптогенеза в процессе развития стрессреакции.
Степень изученности темы.
Исследованию
вопросов
морфофункциональной
организации
надпочечников у животных в норме посвящено много работ (Зеленевский
4
Н.В., 1997; Шевченко Б.П., 2003; Пашинин Н.С., 2006; Кузнецов А.В., 2006;
Алексеев В.В., Арестова И.Ю., 2012; Llabres-Diaz F. J., Dennis R., 2003;
Bragulla H. et al., 2004; Barberet V. et all., 2010; Jelinek F., Konecny R. P., 2011;
Walid A. Farhat, Bryce A. Weber, 2012; de Chalus T. et al., 2013; Erdoğan, S. and
Pérez, W., 2013).
Широко изучены механизмы нейрогуморальной регуляции продукции
и секреции гормонов эндокриноцитами коры надпочечника с участием
системы гемомикроциркуляции (Акмаев И.Г.,2001; Gallo-Payet N.; Payet M.
D.,2003; e Diego A.M.G.Gandía L.García A.G., 2008; Matsuoka H., 2008;
Henderson, I. W., 2011; Sandow, J., 2011; Young, J. B., Landsberg, L.,2011;
Séguin B., Brownlee L., Walsh P. J., 2013).
Однако многие вопросы, касающиеся морфофункциональных основ
адаптационной
компонентов
пластичности
и
структур
тканей
системы
эпителиального,
обеспечения
стромального
надпочечников
при
воздействии экзогенных факторов и понимания механизмов реализации
гистотипических потенций тканей органа при коррекции стресс-реакций у
крольчих требуют дальнейшего изучения, что соответствует запросам
современной фундаментальной биологической науки и ветеринарной
медицины,
имеет
большое
значение
для
разработки
программ
совершенствования технологии выращивания первокролок.
Опыты по изучению морфофизиологии надпочечников крольчих при
коррекции стресс-реакции препаратом «Лигфол» проводились впервые.
Цель исследования – выявить закономерности морфофизиологии
надпочечников
анатомических
неполовозрелых
особенностей,
крольчих
на
основе
источников
топографо-
васкуляризации,
гистоархитектоники в норме, и их адаптационной пластичности в условиях
экспериментально
индуцированной
стресс-реакции
и
коррегирующем
воздействии препарата «Лигфол».
5
Для реализации цели перед нами поставлен ряд конкретных задач:
1.
Изучить
анатомо-топографические
особенности,
синтопию,
источники экстраорганной васкуляризации надпочечников неполовозрелых
крольчих породы советская шиншилла;
2. Исследовать абсолютную массу тела, массу и линейные показатели,
соотношение зон коры и медулы надпочечников, их цитофизиологические
характеристики во взаимосвязи с гематологическим и гормональным
профилями крольчих в норме;
3. Экспериментально смоделировать стресс-реакцию у неполовозрелых
крольчих и разработать способ её коррекции. Выявить закономерности
структурно-функциональных изменений паренхиматозного и стромального
компонентов надпочечников во взаимосвязи с показателями системы крови,
динамикой гормонов крольчих при воздействии стресс-факторов;
4. Обосновать морфофункциональную адаптационную пластичность
гормон- секретирующего комплекса, сосудов ГМЦР коркового и мозгового
вещества надпочечников их взаимосвязь с гематобиохимическим профилем
крольчих в условиях коррекции стресс-реакции препаратом «Лигфол».
Научная новизна работы.
Получены новые сведения об анатомо-топографических особенностях,
синтопии, источниках васкуляризации,
интраорганных
сосудов
артериального
хода и ветвления экстра- и
и
венозного
гистоархитектоники надпочечников неполовозрелых
звеньев
и
крольчих породы
советская шиншила;
Выявлены закономерности реактивных изменений паренхиматозного,
стромального компонентов и гемомикрососудов надпочечников крольчих
при индуцированной стресс-реакции, их взаимосвязь с динамикой гормонов,
морфологическими и биохимическими показателями крови;
Приоритетно обоснование адаптационной пластичности структур
гормон-секретирующего
комплекса
коркового
и
мозгового
вещества
надпочечников, сосудов гемомикроциркуляторного русла, уровень их
6
взаимосвязи с показателями системы крови, динамикой гормонов при
коррегирующем влиянии препарата «Лигфол» в условиях стресс-реакции у
крольчих.
Полученные
результаты
позволили
разработать
практические
рекомендации для промышленного кролиководства.
Теоретическая и практическая значимость работы.
Полученные результаты раскрывают закономерности реактивных
изменений, степени реализации гистотипических потенций и адаптационной
пластичности
гормон-секретирующего
комплекса
надпочечников
неполовозрелых крольчих в условиях индуцированной стресс-реакции и её
коррекции препаратом «Лигфол». Исследования дополняют имеющиеся
представления
о
топографии,
синтопии,
экстра-
и
интраорганной
васкуляризации, гистоархитектоники надпочечников, расширяют знания о
механизме
адаптивного
ремоделирования
структур
паренхиматозного
компонента органа крольчих во взаимосвязи с гематобиохимическим
профилем в условиях стресс-реакции и её коррекции.
Полученные результаты могут быть использованы в учебном процессе
на ветеринарных и других биологических факультетах, на курсах повышения
квалификации, а также при написании учебников, учебных пособий и
монографий. Материалы диссертации могут быть полезны научным
сотрудникам НИИ, занимающимся проблемами экспериментальной и
функциональной морфологии эндокринных органов. Предложены в качестве
топографических и синтопических ориентиров надпочечников, хода и
ветвления их экстра- и интраорганных кровеносных сосудов. Разработаны
рекомендации использования препарата «Лигфол» кроликам при стрессреакциях
разной
этиологии.
крестьянско-фермерском
Результаты
хозяйстве
исследования
«Зобнин»
внедрены
Кваркенского
в
района
Оренбургской области (акт внедрения от 28 августа 2013г.)
7
Связь исследований с научной программой.
Диссертация выполнена в рамках научно-исследовательской работы в
соответствии с планом НИР кафедры морфологии, физиологии и патологии
ФГБОУ ВПО «Оренбургский государственный аграрный университет».
Государственный регистрационный номер темы: 01201161504.
Положения, выносимые на защиту.
1.
Анатомо-топографические
особенности,
синтопия,
источники
экстраорганной васкуляризации, ангио- и гистоархитектоника надпочечников
неполовозрелых крольчих породы советская шиншилла;
2. Гистофизиология кортикальной и медуллярной зон надпочечников в
связи
с
количественными
морфологическими,
биохимическими
и
гормональными характеристиками крови крольчих контрольной группы;
3. Закономерности гистотипических потенций гормон-секретирующего
клеточно-тканевого ансамбля коры, медулы надпочечников и системы их
обеспечения во взаимосвязи с гематобиохимическим и гормональным
профилями
неполовозрелых
крольчих
реализуются
в
условиях
индуцированной стресс-реакции;
4. Адаптационная пластичность эндокриноцитов и микрососудов
надпочечников и их корреляция при коррекции стресс-реакции препаратом
«Лигфол».
Методология и методы исследования.
При исследовании применён комплексный методический подход,
включающий:
морфометрию,
синтопию,
световую
микроскопию
гистологических и трансмиссионную микроскопию – ультратонких срезов,
гистохимию, цитометрию, гематологические, биохимические исследования,
статистическую
обработку
цифровых
данных
и
системный
морфофункциональный анализ.
Степень достоверности и апробация результатов исследования.
В
основу
работы
положен
анализ
результатов
комплексных
исследований, выполненных на 45 неполовозрелых трёхмесячных самках
8
кроликов породы советская шиншилла
диссертационной
работе
Достоверность представленных в
результатов
подтверждается
соответствием
теоретических заключений статистическим расчетам комплекса проведенных
исследований.
Материалы диссертации доложены и обсуждены на Всероссийской
научно-практической конференции «Современные проблемы незаразной
патологии и терапии» (Оренбург, 2013), на Международной научнопрактической конференции «Наука и образование в жизни современного
общества»
(Тамбов,
конференции
2013),
на
Всероссийской
«Фундаментальные
основы
научно
практической
научно-технической
и
технологической модернизации АПК» (Уфа, 2013) на III Международной
научно-практической интернет - конференции «Актуальные проблемы
современной биологии, морфологии и экологии животных» (Брянск, 2013) на
Объединенном XII Конгрессе МАМ и VII Съезде ВНО АГЭ (Тюмень, 2014).
Результаты исследования используются в учебном процессе при чтении
лекций, проведении лабораторно-практических занятий и научной работе на
кафедрах: морфологии, физиологии и ветеринарно-санитарной экспертизы
Ивановской ГСХА; анатомии и хирургии Воронежского государственного
аграрного университета; диагностики, терапии, морфологии и фармакологии
Вятской ГСХА; биологии животных и ветеринарии Пензенской ГСХА;
анатомии, акушерства и хирургии Самарской
ГСХА; морфологии и
физиологии животных Мордовского госуниверситета им. Н.П. Огарева.
Публикации
по
теме
диссертации.
По
материалам
научных
исследований опубликовано шесть печатных работ, из них четыре – в
изданиях, рекомендованных ВАК РФ.
Личный вклад соискателя. Экспериментальную часть, работу по
систематизации и анализу полученных результатов автор провел лично.
Один научный труд опубликован в соавторстве с А.М. Юсуповым. В
диссертационный совет представлена справка подтверждающая, что в
диссертации его данные не использованы.
9
Объем и структура диссертации. Диссертационная работа изложена
на 164 страницах компьютерного набора и состоит из оглавления, перечня
условных обозначений, используемых в диссертации, введения, обзора
литературы, материала и методов исследования, четырёх глав собственных
исследований,
обсуждения
полученных
результатов,
практических
предложений, заключения, библиографического списка и приложения.
Библиографический список включает 351 наименование работ, из них 135 зарубежных авторов. Материалы диссертации иллюстрированы 31 рисунком
и 21 таблицей.
10
1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
1.1 Морфология и интраорганная васкуляризация надпочечников
неполовозрелых самок млекопитающих
Надпочечники (адреналовые железы) – одни из наиболее значимых
органов системы эндокринной регуляции жизненно важных процессов в
организме млекопитающих ( Калинин А.П., Камынина Т.С., Тишенина Р.С.,
1998; Дедов И.И., Марова Е.И., Вакс В.В., 2000; Дедов И.И., Фадеев В.В.,
Мельниченко Г.А.. 2002; Милюков В.Е., Богданов А.В., 2011; Милюков В.Е.
и др., 2012). Морфофункциональная организация этих органов в норме как
желез внутренней секреции изучена достаточно полно как у животных
(Зеленевский Н.В., 1997; Кузнецов А.В., 2006; Алексеев В.В., Арестова И.Ю.,
2012; Llabres-Diaz F. J., Dennis R., 2003; Bragulla H. et al., 2004; Barberet V. et
all., 2010; Jelinek F., Konecny R. P., 2011; Walid A. Farhat, Bryce A. Weber,
2012; de Chalus T. et al., 2013; Erdoğan S. and Pérez W., 2013), так и у человека
(Артишевский А.А., 1965, 1977; Лазько М.В., 2004; A. Sahdev, R. H. Reznek,
2009; Brook Ch. G. D., Dattani M. T., 2012; Kim K.W. et al., 2012).
Велика роль адреналовых желез в динамике развития целого ряда
заболеваний, но в настоящее время данный аспект, особенно при острой
хирургической патологии, исследован недостаточно (Ростовцева Т. И.,
Мусаков А. Н., 1989; Фадеев В.В., 2005, 2008; Рунов Г.П., Зиновьева О.В.,
2006; Straub R.H., Besedovsky H., 2003; Brook Ch.G.D. et al., 2007, 2010;
Harvey Ph. W., Everett D. J., Springall C.J., 2007; A. Combes et al., 2012; Chitty
J., 2013).
Надпочечник – это небольшая парная эндокринная железа плотной
консистенции. Их окраска у большинства копытных красно-коричневая, у
человека − желтоватая, у собаки − от светло-серой до белой, у кошек −
желтовато-белая, у мелких плотоядных − розоватая. Адреналовые железы
располагаются забрюшинно, асимметрично относительно позвоночного
столба, у большинства млекопитающих медиально, человека − над верхним
11
полюсом соответствующей почки, у переднего конца почек, в толще
околопочечной жировой клетчатки. У крупного рогатого скота правая
адреналовая железа примыкает к печени и лежит около полой вены, а левая
граничит с аортой. У овец левая железа контактирует с поджелудочной
железой, правая − прилежит к медиальной поверхности краниального конца
правой почки. У плотоядных левая адреналовая железа расположена в
непосредственной близости от брюшной аорты, правая − прилегает к нижней
полой вене (Кацнельсон З.С., 1974; Аубакиров Т.И., 1977; Сидоров С.В.,
1986; Овчаренко, Н.Д., 2003; Магомедов Г.Р., 2007).
Форма желез видоспецифична. У крупного рогатого скота левая −
подковообразная или имеет вид цифры 9, правая железа серповидной формы;
у козы левая железа чаще бобовидная, правая − сердцевидная, у овцы левый
надпочечник имеет эллипсоидную форму, правый − округло-овальную, у
большинства оленьих левая железа удлиненно овальной формы, правая −
округлая или треугольная; у лошади железы продолговатой плоской формы;
у свиньи адреналовые железы представляют собой продолговатые плоские
тельца с бороздками на поверхности; у плотоядных адреналовые железы
овальной формы, в частности, у собаки железы удлиненные, сплющенные в
дорсо-вентральном направлении, а у кошки − овальные и дискообразной
формы; у человека правая железа за счет более выраженного верхнего угла
спереди больше похожа на треугольник с закругленными углами, а левая
напоминает
полумесяц,
удлиненный
в
поперечном
направлении
со
сглаженным верхним углом (Боброва Г.Е., 1970; Безруков Н.И., Кожевникова
Л.Н., 1971; Кацнельсон З.С., 1973; Шишкин А.П., 1996; Антипин И.А., 1999;
Медведева О. А., 2001; Кузнецов А.В., Шевченко Б.П., 2005; Алексеев В.В.,
Арестова И. Ю., 2010; Сорокин Д.А., 2011;).
Масса и размеры адреналовых желез весьма вариабельны даже в
пределах одного вида и зависят от условий содержания и физиологического
состояния животных. Масса пары адреналовых желез у крупного рогатого
12
скота составляет 8 г, оленьих − 14 г, лошади − 5-40 г, овцы и козы − менее 2
г, свиньи − 4 г, собаки − 0,06−1,6 г, кошки − 0,04−0,4 г, человека − 4−7г.
Размеры правой и левой желез разнятся. По длине правая железа
превышает левую и в среднем они составляют у крупного рогатого скота 2,5
и 5 см, лошади – 4 и 9 см, овцы и козы − 2 и 2,4 см, свиньи – 5 и 8 см, собаки
− 0,8 и 3,3 см, кошки − 0,8 и 1,5; человека – 4 и 6 см (Сапин М.Р., 1974;
Майстренко Н.А., 2000; Афанасьева И. А., Попова И. Ю., 2001; Кеттайл В.М.,
Арки Р.А., 2001; Медведева О. А. ,2001; Александров И.Д., 1976–1978; А.П.
Шишкин, 1997).
Снаружи надпочечник заключен в соединительнотканную капсулу,
состоящую из большого количества пучков коллагеновых и эластичных
волокон, нескольких слоев фиброцитов и гладкомышечных клеток. Ряд
авторов отмечает, что непосредственно под капсулой находится тонкий слой
мелких
малодифференцированных
клеток,
из
которых,
возможно,
образуются добавочные тельца, обнаруживаемые иногда на поверхности
железы (Тараканов Е.И., 1960; Артишевский А.А., 1974; 2000; Zimmer C.,
Hörauf A., Reusch C., 2000).
Наружный слой капсулы состоит из волокнистой соединительной
ткани с малым количеством клеток и более богат кровеносными и
лимфатическими сосудами, чем плотный внутренний слой с большим числом
клеток. От капсулы вглубь органа в виде радиально направленных
перекладин отходят пучки соединительнотканных волокон, вплетающихся в
оболочку центральной вены и ее крупных притоков. Перекладины связаны
между собой такими же, но косо и поперечно направленными перемычками,
формирующими ячеистую соединительнотканную строму. В ячейках стромы
располагаются группы эндокринных клеток, составляющих паренхиму
органа, которая резко разделяется на две разные по происхождению,
строению и значению зоны: корковое (по периферии органа) и мозговое
вещество (в центре) (Артишевский А.А., 1972; Майстренко Н.А., 2000; Pey et
al., 2011; Schwarz T., Saunders J., 2013).
13
Соединительнотканный
пространственную
сеть
и
каркас,
являющийся
образующий
трехмерную
носителем
кровеносных,
лимфатических сосудов и нервных волокон надпочечника, является
связующим звеном между корковым и мозговым веществами, обеспечивая
общность всего органа (Сапин М.Р., 1974; Дедов И.И,. Марова Е.И., Вакс
В.В., 2000; Рунов Г.П., Зиновьева О.В., 2006).
На поперечном разрезе адреналовой железы корковое вещество
отличается окраской от мозгового вещества. Ряд авторов отмечает, что эти
два слоя иногда разделены темной, тонкой и частично прерывающейся
соединительнотканной прослойкой, так называемым промежуточным слоем
Вирхова (Майстренко Н.А., 2000; Сапин М.Р., 1974).
Корковое вещество составляет 80−90 % всей железы состоит из трех
зон: клубочковой (наружной), пучковой (средней) и сетчатой (на границе с
мозговым веществом) (Дедов И.И., Марова Е.И., Вакс. В.В., 2000; Фадеев
В.В., 2008; Vaidya B., Pearce S., Kendall-Taylor P.,2000; Mooney C.T., Rand
J.S., Fleeman L.M., 2008).
В процессе эмбрионального развития надпочечник развивается из
разных зародышевых листков: корковое вещество имеет мезодермальное,
мозговое — эктодермальное происхождение и являются производными
клеток нервного гребня (Ehrhart-Bornstein M., Hinson J. P., Bornstein S. R. et
al., 1998; Kuo B. R., Erickson C. A., 2010). Корковое вещество относится к так
называемой интерреналовой системе, а мозговое вещество − к адреналовой
системе. (Сапин М.Р., 1974; Дедов И.И., Марова Е.И., Вакс В.В., 2000; Дедов
И.И., 2005; Фадеев В.В., 2008).
Адреналовые железы являются одновременно эндокринным органом и
высокоспециализированным отделом симпатической нервной
системы
(Сапин М.Р., 1974; O’Connor K.A. et al., 2003). В процессе органогенеза желез
происходит пространственное сближение коркового и мозгового веществ, а
функциональное созревание клеток различных типов происходит под
влиянием сложных паракринных взаимодействий (Chamoux E., Otis M.,
14
Gallo-Payet N., 2005; King P., Paul A., Laufer E., 2009). Этот механизм еще не
до конца изучен, поэтому для изучения процессов эмбрио- и гистогенеза
является актуальным по сегодняшний день.
Надпочечники новорожденных животных характеризуются наличием
тех же зон, что и взрослых. С возрастом меняются морфометрические
показатели и соотношение коркового и мозгового веществ, рост которых в
постнатальном онтогенезе происходит неравномерно и носит волнообразный
характер (Кузнецов А.В., Шевченко Б.П., 2000; Атагимов М.З., 2007;
Сорокин Д.А., 2011). Ряд авторов пики роста объясняют критическими
периодами в развитии животного (отъем, кастрация, смена условий
содержания и т.п.) (Алексеев В.В., Арестова И.Ю., 2010, 2012; Арестова
И.Ю., Алексеев В.В., 2012).
Половые различия в строении и функции надпочечника в пре- и
пубертатный периоды изучены недостаточно. Данные носят фрагментарный
характер. Ряд авторов отмечает, что имеются различия в массе адреналовых
желез неполовозрелых самок и самцов. У самок в пре- и пубертатный
периоды масса органов превышает таковую у самцов. При этом активность
синтеза гормонов клубочковой зоной выше у самцов. Различия более
значительны в зимний период: сетчатая зона имеет наименьшую толщину. В
пре- и пубертатном периодах у самок в клубочковой зоне адреналовых желез
характерно изменение структуры, указывающее на уменьшение активности
осенью (Колдышева Е.В., 2008; Колдышева Е.В., Лушникова Е.Л., 2008;
Сидорова О.Г., Бондырева Л.А., 2008; Лушникова Е.Л., Колдышева Е.В.,
Молодых О.Л., 2009; Koldysheva E.V., Lushnikova E.L., Proskuryakova I.S.,
1999; Koldysheva E.V., et al., 2005; Koldysheva E.V., Lushnikova, 2008;
Lushnikova E.L., Koldysheva E.V., Molodykh O.P., 2009).
Надпочечники характеризуются особенностью строения кровеносных
сосудов, что связано с их функцией. По мнению М.Р. Сапина (1974), для
понимания гистофизиологии секреторных элементов адреналовых желез
важно правильно представлять строение терминального отдела сосудистого
15
русла
этого
сложно
устроенного
органа.
Особенности
строения
гемомикроциркуляторного русла надпочечников объясняются не только
органоспецифичностью взаимоотношения и строения его компонентов, но и
особенностями онтогенеза этих желез (Сапин, М.Р., 1974; Артишевский А.А.,
1977; Дедов И.И., Марова Е.И., Вакс В.В., 2000; Фадеев В. В., Мельниченко
Г. А., 2003; Фадеев В.В., 2008 ).
Адреналовые
железы
имеют
постоянное
и
интенсивное
кровоснабжение (Кеттайл В. М., Рональд А. А., 2001). Артериальные сосуды,
кровоснабжающие данные органы, отличаются большой вариабельностью
как по количеству, местам их отхождения от крупных артериальных стволов,
так и местам впадения в адреналовые железы. Общая численность артерий
может достигать 25–50 сосудов (Сапин, М. Р., 1974; Тимофеева Е. В., 2000).
Большинство
авторов
склоны
делить
артерии,
кровоснабжающие
адреналовые железы, на три основные группы: верхнюю, среднюю и
нижнюю, исходящих, соответственно, из нижней диафрагмальной артерии,
аорты и почечной артерии. Отдельно выделяют добавочную группу артерий
(Сапин М.Р., 1974; Фадеев В. В., 2008; Glasow A., Bornstein S. R., 2000;
Morris J., Dobson J., 2008; Hay I.D., Wass J.A.H., 2009).
Согласно схемы распределения внутриорганных кровеносных сосудов,
предложенной J. Arnold (1866), три зоны коркового вещества и паренхима
мозгового вещества адреналовых желез кровоснабжаются различными
артериальными сосудами, но имеют общий венозный отток (Сапин М.Р.,
1974).
Изучению кровоснабжения адреналовых желез животных посвящено
большое количество отечественных и зарубежных работ (Гальцова З.В.,
1958; Степанов В.Н., 1968; Сапин М.Р., 1974; Шишкин А.П., 1996;
Тимофеева Е.В., Стародубцев Г.Г., 2000; Медведева О.А., 2001; Кузнецов
А.В., 2006; Séguin B., Brownlee L., Walsh P. J., 2013). Первая и вторая
поясничные артерии отдают надпочечниковые ветви, которые делятся на
несколько ветвей второго-третьего порядков, разветвляющихся в жировой
16
клетчатке и капсуле надпочечников. Надпочечниковая ветвь краниальной
брюшной артерии обычно кровоснабжает средний сегмент железы, где
совместно
с
двумя
предыдущими
сосудами
принимает
участие
в
формировании капсулярной сети адреналовых желез. Также в редких случаях
отмечаются надпочечные ветви аорты, краниальной брыжеечной и почечной
артерий. Все они в капсуле анастомозируют как между собой, так и с
основными сосудами адреналовых желез, формируя сети и обходные пути их
кровоснабжения (Степанов В.Н., 1968; Сапин М.Р., 1974; Тимофеева, Е.В.,
Стародубцев Г.Г., 2000; Кузнецов А.В., 2006; Séguin B., Brownlee L., Walsh P.
J., 2013).
Многие авторы отмечают различный характер ветвлений надпочечных
артерий. В адреналовых железах присутствует как магистральный, так и
рассыпной типы ветвления артерий. Часть надпочечниковых артерий,
проникая в капсулу органа дихотомически, делится на артериолы,
разветвляющиеся в ней или на поверхности коркового вещества (Гальцова
З.В., 1958; Шишкин А.П., 1996; Медведева О.А., 2001; Henderson, I. W.,
2011).
В капсуле адреналовых желез отмечено наличие как внутрисистемных
анастомозов (соединения между ветвями I–II порядков), так и межсистемных
− между конечными ветвями основных и дополнительных источников
кровоснабжения, а также межсистемных коллатералей (Дедов И.И., Марова
Е.И., Вакс В.В., 2000; Тимофеева Е.В., Стародубцев Г.Г., 2000)
Интраорганное русло составляют капсулярные, кортикальные и
медулярные сосуды. Последние образуют перфорирующие кору артерии
мозгового вещества надпочечников (Сапин М.Р., Шахламов В.А., 1970;
Фадеев В. В., 2008; Morris J., Dobson J., 2008).
В соединительнотканной строме содержится большое количество
прекапилляров, капилляров, артериол и венул. Прекапилляры и капилляры,
как правило, вытянуты вдоль соединительнотканных пучков. Венулы
располагаются несколько поверхностнее в волокнистом слое по отношению к
17
прекапиллярам
и
капиллярам.
Прекапилляры,
сосредоточенные
в
клубочковой зоне коры, в пучковой зоне переходят в артериолы, в сетчатой
зоне коры − синусоиды и в мозговом веществе − артерии медулы (Сапин
М.Р., 1974).
Особенностью кровоснабжения мозгового вещества является то, что
оно получает кровь не только из капилляров коркового вещества, но и через
тонкие артериальные ветви, исходящие из его капсулы и проходящие в
соединительнотканных пучках, ответвляющихся от внутренней поверхности
капсулы (Артишевский, А.А. 1977; Дедов И.И., Марова Е.И., Вакс В.В.,
2000).
Отток
венозной
крови
из
адреналовых
желез
осуществляется
преимущественно по центральной вене, корни которой формируются в
различных по ее происхождению участках, в сетчатой зоне коркового
вещества и мозговом веществе (Тараканов Е.И., 1960). При этом
архитектоника системы центральной вены правой и левой желез существенно
разнится. Данный факт объясняется различием формы самих адреналовых
желез (Гальцова З. В., 1958).
Из густой сети капилляров, залегающих между группами секреторных
клеток сетчатой зоны коркового и мозгового вещества, путем слияния
образуются венулы. Последние не совпадают по своему направлению с
конечными ветвлениями артериального русла - артериолами. Рядом с
капиллярами коркового вещества нет ни артериол, ни венул (Сапин М.Р.,
1974).
Из капилляров наружной части коркового вещества и капсулы железы
формируется поверхностная венозная сеть, залегающая в рыхлом внешнем
слое капсулы. Из этой сети выходят многочисленные венозные стволы,
покидающие адреналовые железы в различных направлениях. Часть из них
впадает в притоки воротной вены (Дедов И.И., Марова Е.И., Вакс В.В., 2000;
Тимофеева Е.В., Стародубцев Г.Г., 2000).
18
В
мозговом
веществе
надпочечников
постепенно
происходит
формирование вен первого и второго порядка с увеличением диаметра вен
(Сапин М.Р., 1974). Интраорганное русло включает вены мышечного и
безмышечного (синусоидного) типов. Вены и посткапиллярные венулы
адреналовых желез относятся как к резистивным, так и к емкостным сосудам.
Ряд авторов указывает на существование в адреналовых железах
внутрисистемных анастомозов (Кузнецов А.В., Шевченко Б.П., 2001;
Пашинин Н.С., 2001; Schmidt R.E., Reavill D.R., Phalen D.N., 2008).
Обеспечение постоянства притока и оттока крови осуществляется за счет
наличия межартериальных и межвенозных анастомозов.
Межартериальные анастомозы формируются только вне органа и в
наружном слое капсулы. Последние соединяют ветви надпочечниковых
артерий.
Межартериальные
анастомозы,
имея
хорошо
выраженную
мышечную стенку, достигающую 3 слоев, обеспечивают перераспределение
артериальной
крови
при
различных
адреналовых
желез.
Однако
функциональных
экспериментально
состояниях
установлено,
что
коллатеральный кровоток не может полностью компенсировать основной, а
лишь способствует большей пластичности артериального русла адреналовых
желез (Сапин М.Р., 1974; Кузнецов А.В., 2006; Bates G. W., Bowling M.,
2013).
Межвенозные анастомозы соединяют внутриорганные вены с венами
капсулы адреналовой железы и ее поверхностными венами. Эти анастомозы
формируются
на
поверхности
коркового
вещества,
проникают
из
клубочковой зоны в мозговое вещество, где они впадают в центральную
вену. Они не имеют притоков в других отделах и являются коллатеральными
путями оттока крови в системе надпочечных вен. В периферических отделах
мозгового вещества также формируются анастомозы между притоками
центральной вены, в виде сосудистых дуг. Межвенозные анастомозы
формируются как приспособительный механизм для регулированного
19
коллатерального оттока крови, конечной целью которого служит воротная
вена печени (Степанов В.Н., 1968; Тимофеева, Е.В., Стародубцев Г.Г., 2000).
В стенках внутриорганных вен и анастомозов между внутриорганными
и поверхностными венами адреналовых желез имеются мышечные волокна в
виде валиков или сфинктеров, регулирующих отток крови из мозгового
вещества в поверхностные вены надпочечника и далее в воротную вену
печени. Сфинктеры в области устьев внутриорганных вен обильно снабжены
нервами. В случаях, когда пропускная способность венозных анастомозов,
выходящих из мозгового вещества на поверхность органа, становится
недостаточной, возможен ретроградный кровоток из внутриорганных вен
мозгового вещества в вены капсулы через капилляры (Гальцова З.В., 1958).
По мнению М.Р. Сапина (1974), сложность строения стенок
внутриорганных вен адреналовых желез зависит от уровня организации
животных. Автор склонен объяснять данный факт наличием зависимости
особенностей развития мышечной оболочки в стенках вен желез и степени
участия их в сложных защитных и приспособительных реакциях организма.
1.2 Цито- и гистофизиология эндокриноцитов коркового вещества
и медулы надпочечников
Изучению
цито-
и
гистофизиологии
надпочечников,
их
интерреналовой и супрареналовой ткани посвящено большое количество
работ (Безруков Н.И., Кожевникова Л.Н., 1970; Артишевский А.А., 1995;
Лазько М.В., 2002). Однако ряд вопросов освещается в литературе
противоречиво, отрывочно, а некоторые вопросы не освещены совсем.
Строение адреналовых желез позвоночных весьма вариабельно, что
связано с их образованием в филогенезе, а соответственно и в онтогенезе, из
двух разнородных зачатков (Кацнельсон З.С., 1965). Среди авторов нет
единого мнения о соотношении коркового и мозгового вещества, о факторах,
от которых оно зависит (Осочук С.С., Федотов Д.Н., Жуков А.И., Косова
М.С., 2011; W.C. Stephen, S.L. Stoddard., 1992). Клубочковой зоне коры
20
свойственны
видовые
особенности
строения,
поэтому
у
каждого
биологического вида данная зона имеет свой рисунок строения. Толщина зон
коры адреналовых желез также в значительной степени изменчива и
подвержена в первую очередь сугубо возрастному, а затем видовому аспекту.
В норме на долю клубочковой зоны приходится 5−15 % коркового вещества,
пучковой зоны − 70−75%, сетчатой − 10−20% (Суханов С.Г., Бунчак Н.Р.,
1993; Вылегжанина Т.А., 2006; Федотов Д.Н., 2007; Федотов Д.Н., Гуков
Ф.Д., Луппова И.М., 2010; Kramer B., Teixeira M., Hattingh J., 1991).
Клетки клубочковой зоны мелкие, как правило, округлой или
полигональной формы с центрально расположенным ядром зубчатой формы.
Ядро окружено небольшим количеством гомогенной, слабо окрашиваемой
цитоплазмы с немногочисленными небольшими липидными включениями.
Однако встречаются и крупные, богатые липидами, вакуолизированные
клетки. Адренокортикоциты данной зоны образуют скопления в виде
клубочков (Кацнельсон З.С., Ледяева Е.М., Александрова В.П., 1963;
Федотов Д.Н., 2007; Kramer, B., Teixeira M., Hattingh J.G.P., 1991; Vinson,
2003; Ehrhart-Bornstein M., Bornstein S.R., 2008; Simon G., 2011).
Клетки пучковой зоны одни из самых крупных клеток железы,
особенно в ее наружной части. По форме они кубические, призматические
или полигональные. Границы клеток четкие, ядра округлой формы, лежат
обычно в центре клеток и хорошо окрашиваются эозином. Цитоплазма бедна
РНК, заполнена различными по величине богатыми липидами вакуолями, в
следствие чего эозином окрашивается неравномерно. Адренокортикоциты
пучковой зоны образуют длинные клеточные пучки (тяжи), направленные
перпендикулярно к поверхности органа и сопровождаемые кровеносными
капиллярами. Наиболее крупные клетки находятся в средней части пучков,
они усиленно накапливают липиды. Меньшие по размерам клетки
составляют большинство, их ядра богаты хроматином и крупнее, чем ядра
крупных
клеток.
Между
тяжами
клеток
пучковой
зоны
четко
просматриваются капилляры (Кацнельсон З.С., 1965; Федотов Д.Н., Гуков
21
Ф.Д., Луппова И.М., 2010; Breault L. et al., 2000; Kim A. C., Hammer G. D.,
2007; Brook Ch.G.D., Clayton P.E., Brown R.S., 2010).
Границы между пучковой и сетчатой зонами иногда малоразличимы.
Клетки сетчатой зоны образуют переплетающиеся между собой клеточные
тяжи или небольшие группы из мелких клеток, неправильной формы. В
хорошо окрашиваемой цитоплазме клеток хорошо визуализируется пигмент
липофусцин и небольшое количество капель липидов. Ядро расположено
несколько эксцентрично и содержит сгущенный по периферии хроматин.
Липиды, в норме насыщающие корковое вещество надпочечника, состоят из
эфиров холестерина и являются сырьем для биосинтеза стероидных
гормонов. Высокое содержание холестерина является определяющим
фактором для биосинтеза гормонов, а усиленное накопление крупными
клетками липидов свидетельствует о росте их активности (Кацнельсон З.С.,
1974; Федотов Д.Н., Мяделец О.Д., 2011; Bland M.L., Desclozeaux M.,
Ingraham H.A., 2003; Vinson G. P. et al, 2007; Vuković S. et al., 2010).
Во всех зонах коркового вещества выделяются разные по плотности
темные и светлые клетки, находящиеся в разных стадиях энергетического
состояния. Светлые клетки более многочисленны и находятся в состоянии
относительного функционального покоя, темные клетки обладают большим
запасом
энергетических
ресурсов
и
более
функционально
активны.
Цитоплазма темных клеток электронно-плотная, богата митохондриями,
содержит развитую цитоплазматическую сеть (Вылегжанина Т.А., 2006;
Федотов Д.Н., 2007; Федотов Д.Н., Гуков Ф.Д., Луппова И.М., 2010; Федотов
Д.Н., Мяделец О.Д., 2011; Breault L. et al., 2000; Bland M.L., Desclozeaux M.,
Ingraham H.A., 2003; Ehrhart-Bornstein M., Bornstein S.R., 2008; Simon G.,
2011).
В центре адреналовых желез находится мозговое вещество, большая
часть которого сосредоточена в медиальной трети органа в виде пластинки с
истонченными краями. Клетки мозгового вещества хорошо окрашиваются
солями хрома, в результате чего они приобретают желтовато-бурый или
22
коричневый цвет и называются хромаффинными клетками. Хромафинные
клетки сгруппированы внутри ячеек соединительнотканной стромы, волокна
которой
крепятся
к
оболочке
центральной
вены
и
вплетаются
в
соединительнотканный остов коркового вещества. С внешней стороны
группы
плотно
окружены
капиллярами,
сосудистыми
синусоидами,
соединительнотканными перегородками (Подгорная ГА., 1967; Южаков В.В.,
1996; Дедов И. И., Мельниченко Г. А., Фадеев В. В., 2007; Harper G. P., Pearce
F. L., Vernon C. A., 1976; Renshaw D. et al., 2000; Green P.G. et al., 2001; Chitty
J., 2013).
Форма хромаффинных клеток может быть разной: цилиндрическая,
кубическая или полигональная; под действием фиксирующих реактивов они
приобретают овальную или звездчатую форму. Ядра клеток светлые,
расположены в базальной части и окружены мелкозернистой цитоплазмой. В
апикальной части цитоплазмы хромаффинных клеток расположены гранулы,
заполненные катехоламинами, аденозинтрифосфорной кислотой и белками
состоянии. Помимо секреторных гранул, в клетках содержатся гранулы
аскорбиновой кислоты, необходимой для синтеза и предотвращения
окисления катехоламинов (Кацуки С., 1971; Атагимов, М.З., 2007; Anderson
D. J. et al., 1991; Ehrlich M. E. et al., 1994; Crivellato E., Civinini A., Gallo V.P.,
2006; Creutz C. E. 2010; Qiu S. et al., 2013).
Дифференцировать
секреторные
гранулы
(заполненные
катехоламинами) удается различными гистохимическими методами: реакция
Вильпиана окрашивает гранулы в зеленый цвет, железный гематоксилин в
синевато-серый, толуидиновый синий – в голубой, импрегнация серебром по
методу Гримелиуса – в черный. Также существуют различия в окраске
гранул норадреналина и адреналина (Гордиенко В.М., Козырицкий В.Г.,
1978; Unsicker K. et al., 1978; Combs S.E., Krieglstein K., Unsicker K., 2000;
Crivellato E., Civinini A., Gallo V.P., 2006; Crivellato E., Nico B., Ribatti D.,
2008).
23
В
ультрафиолетовом
свете
клетки
медулы,
продуцирующие
норадреналин группами, рассеяны в паренхиме мозгового вещества,
отличаются более сильной флюоресценцией и дают положительную реакцию
с йодатом калия, окрашиваясь в интенсивно - бурый цвет. Клетки,
продуцирующие адреналин, йодатом калия не окрашиваются и остаются
светлыми. В связи с этим в современной литературе принято делить клетки
медулы на светлые и темные. Однако ряд авторов не признает этого деления
и считает, что одни и те же клетки продуцируют как адреналин, так и
норадреналин. Различия между хромаффинными клетками зависят от фазы
секреторного цикла. Данной теории противоречат исследования, показавшие
что внедрение симпатогоний в корковое вещество при развитии адреналовых
желез приводит к образованию двух групп клеток, продуцирующих только
норадреналин или адреналин (Банин В.В., 2000; Unsicker K., 1993; Chen-Pan
C. et al., 2002; Díaz-Flores L. et al., 2008; Tsuchimochi H., Nakamoto T.,
Matsukawa K., 2010).
В
составе
адреналовых
желез
выделяют
две
функционально
отличающиеся эндокринные ткани. Клетки наружного коркового вещества
секретируют ряд стероидных гормонов − кортикостероидов, которые
являются
производными
циклопентанопергидрофенантрена
(стерана),
содержащего в своей основе стероидное кольцо из 17 атомов углерода.
(Дедов И.И., Мельниченко Г. А., Фадеев В.В., 2007). В современной
литературе описано порядка 100 кортикостероидных соединений, часть из
них является биологически активными веществами. Кортикостероиды в
зависимости от особенностей строения, места синтеза и выполняемых
функций разделяют на минералокортикоиды, глюкокортикоиды и андрогены
(Рунов Г.П., Зиновьева О.В., 2006; Фадеев В.В., 2008). Помимо этого в
адреналовых
железах
синтезируются
катехоламины
и
ряд
веществ,
обладающих анальгезирующими свойствами, в частности опиоидные
пептиды, прежде всего энкефалины (Банин В. В., 2000; Акмаев И.Г., 2001;
Mukai K. et al., 2002; Chamoux E., Otis M., Gallo-Payet N., 2005; Owens M.J.,
24
Nemeroff Ch.B., 2007; Matsuoka H. et al. 2008; Hall P. F., 2011; Chimenti C.,
Accordi F., 2013).
Эндокриноциты клубочковой зоны синтезируют минералокортикоиды,
среди которых наиболее значимым гормоном является альдостерон (Capaldo
A.
et
al.,
2004).
В
пучковой
зоне
в
основном
синтезируются
глюкокортикоиды, среди которых в качестве основного гормона выступает
кортизол. В незначительных количествах клетки пучковой зоны синтезируют
андрогены.
Однако,
основной
синтез
андрогенов
производится
адрекортикоцитами сетчатой зоны. Наиболее значимы из андрогенов –
дегидроэпиандростерон, андростендион, а также 11-гидроксиандростендион,
дегидроэпиандростерон
сульфат
–
продукт
сульфатирования
дегидроэпиандростерона. Эндокриноциты сетчатой зоны также синтезируют
эстрогены, прогестерон и глюкокортикоиды (Harvey P.W., Everett D.J.,
Springall C.J., 2007; Jelinek F., Konecny R., 2011; Li-Ng M., Kennedy L., 2012).
В
состав
катехоламинов,
синтезируемых
мозговым
веществом
адреналовых желез, помимо упомянутых выше адреналина и норадреналина,
входит дофамин. Все три гормона близки по своей химической структуре и в
то же время отличны по своему физиологическому действию. На долю
адреналина приходится примерно 80% катехоламинов мозгового вещества,
норадреналина − менее 20%, меньше всего − дофамина. Клетки медулы
также секретируют различные пептиды – вещество P, вазоактивный
интестинальный пептид (ВИП), соматостатин (Geffen L. B. and Jarrott B.
2011; Chitty J. 2013).
Самым существенным отличительным признаком адренокортикоцитов
является их не способность депонировать секреторные продукты. Синтез и
выделение секрета происходят одновременно, механизмы окончательно не
определены. Ряд исследований подтверждает разные способы выделения
стероидов:
мерокриновая,
апокриновая
и
голокриновая
секреция.
Катехоламины выделяются путем экзоцитоза, кортикоиды − диффузии.
Экструзия секретов происходит достаточно быстро, так как живой организм
25
не может существовать без эндогенных или экзогенных поступлений
гормонов коры адреналовых желез более двух суток (Bland M.L., Desclozeaux
M., Ingraham H. A., 2003; King P., Paul A., Laufer E., 2009).
Существенную роль в обеспечении организма гормонами адреналовых
желез играют особенности строения компонентов гемомикроциркуляторного
русла и онтогенеза этих органов. Для адреналовых желез характерна единая
трехмерная сеть микрососудов. Артериола коркового вещества заканчивается
венозным концом в синусоиде мозгового. При этом по ходу сосуда толщина
эндотелия уменьшается, а просвет сосуда увеличивается (Шахламов В.А.,
1972; Куприянов В.В., Караганов Я.Л., Козлов В.И., 1975; Милюков В.Е.,
Богданов А.В., 2011).
В корковом веществе капилляры
располагаются радиально между
клетками железы в слабо выраженном соединительнотканном каркасе,
практически являясь его составляющим элементом. Благодаря поперечным и
косым
анастомозам
они
образуют
трехмерную
пространственную
капиллярную сеть (Мчедлишвили Г. И., 1989; Милюков В.Е., Богданов А.В.,
2011).
Стенки
кровеносных
капилляров
коры
адреналовых
желез
незначительной толщины, едва различимы при большем увеличении
светового микроскопа, определяются лишь ядра эндотелиоцитов. Базальная
мембрана
данных
фибриллярную
капилляров
структуру
и
слабо
покрыта
выражена,
на
прерывиста,
всем
ее
имеет
протяжении
эндотелиоцитами. В стенках капилляров определяется достаточно высокая
активность щелочной фосфатазы и аденозинтрифосфатазы (Федотов Д.Н.,
2007).
Эндотелий стенки капилляра фенестрированного типа, способен
принимать участие в процессах внутриклеточного и трансцеллюлярного
транспорта веществ и в процессах обмена веществ и, изменяя свою толщину,
регулировать интенсивность кровотока в капиллярном русле коры железы.
Повышение функции коры надпочечников сопровождается усилением
26
интенсивности
общего
кровотока
и,
как
следствие,
возрастанием
полнокровия ее капилляров с расширением их просвета (Мчедлишвили Г.И.,
1989; Шахламов, В.А., 2007).
Электронная микроскопия позволяет более точно описать строение
капилляров
коркового
вещества
адреналовых
желез.
Базальная
и
люминальная цитолеммы эндотелиоцитов на разрезе представлены двумя
тонкими темными линиями, идущими параллельно. В истонченных участках
клеток эндотелия наблюдаются закрытые тонкой мембраной фенестры,
толщина которых сопоставима с толщиной мембраны эндотелиоцитов.
Внутренняя поверхность эндотелиоцитов покрыта микроворсинками, их
наличие ряд авторов связывает с фагоцитарной функцией эндотелия. Однако
некоторые
авторы
считают,
что
наличие
микроворсин
говорит
об
интенсивности обменных процессов в этой части капиллярного русла (Сапин
М.Р., Шахламов В.А., 1970; Сапин М.Р. и др., 2012).
В корковом веществе также встречаются капилляры с щелевидным
просветом и менее истонченной цитоплазмой эндотелиоцитов, соединенных
друг с другом десмосомами. У эндотелиоцитов этих капилляров фенестры
встречаются реже. По мнению М.К. Пугачева (1991), второй тип капилляров
может быть особым функциональным состоянием ранее описанных
капилляров.
Строение микрососудов имеет свои особенности даже в разных зонах
коркового вещества. В клубочковой зоне поперечные и косые анастомозы
капилляров образуют петли небольших размеров, при этом окружая группы
клеток. В пучковой зоне адреналовых желез капилляры несколько больше,
чем в других зонах, и проходят радиально и формируют удлиненные,
овальной формы петли большего размера, чем в клубочковой и сетчатой
зоне. В сетчатой зоне капилляры развиты значительнее, чем в клубочковой и
сетчатой, и образуют мелкопетлистую сеть. Ячейки этой сети округлой или
овальной формы, по размерам меньше, чем в клубочковой зоне (Сапин М.Р.,
Шахламов В.А., 1970; Шахламов В. А., 2007).
27
По мнению В.Е. Милюкова и А.В. Богданова (2011), такое строение
трехмерной
пространственной
объясняется
тем,
что
капиллярной
петли
сети
капилляров
адреналовых
оплетают
желез
группы
адренокортикоцитов, окруженных сетевидным футляром из коллагановых и
нежных аргирофильных волокон, ответвляющихся от глубоких слоев
капсулы. Несмотря на то, что капилляры не проникают внутрь скопления
клеток, но каждая клетка одной из сторон прилежит к капилляру. Однако,
ряд авторов указывает, что не все клетки клубочковой зоны контактируют с
эндотелием сосудов. Функциональная активность соприкасающихся с
капиллярами
адренокортикоцитов
значительно
выше,
чем
не
контактирующих клеток.
В паренхиме адреналовых желез также встречаются артериальные
сосуды, которые отличаются значительно меньшим просветом, отсутствием
анастомозов. Эти артерии проходят корковое вещество насквозь, проникая
вглубь
мозгового
вещества
надпочечников.
Каждая
такая
артерия
кровоснабжает участок мозгового вещества от его границы с корковым
веществом до центральной вены (Милюков В.Е. и др., 2012).
Мозговое
вещество
желез
дополнительно
кровоснабжается
из
собственных артерий, проникающих вглубь органа, через его ворота,
сопровождая и кровоснабжая стенки центральной вены и наиболее крупных
ее притоков. В центральной части желез эти артерии древовидно ветвятся и
формируют капиллярную сеть мозгового вещества.
В мозговом веществе адреналовых желез капилляры становятся шире и
принимают форму синусоидов, образующих петли округлой, овальной или
полигональной формы. Эндотелий синусоидов не имеет пор и местами
отграничен от секреторных клеток лишь базальной мембраной. Сливаясь,
синусоиды образуют венулы, диаметром в 2–5 раз превосходящие диаметр
капилляров коркового вещества (Подгорная ГА., 1967).
Венулы и внутриорганные вены имеют тонкую соединительнотканную
оболочку.
Мышечные
элементы
представлены
единичными
28
гладкомышечными клетками или их тонкими пучками и не дают
возможности суживать просвет сосудов (Дедов И. И., Мельниченко Г. А.,
Фадеев В. В., 2007).
1.3 Гормональная регуляция продукции гормонов
эндокриноцитами клубочковой, пучковой и сетчатой зон коркового
вещества и медулы надпочечников млекопитающих
Процесс нейрогуморальной регуляции продукции и секреции гормонов
эндокриноцитами коры надпочечника осуществляется опосредованно, через
сложные медиаторные взаимодействия, где окончательным отрезком
транспортных
путей
до
клеток
надпочечников
служит
система
гемомикроциркуляции (Кацуки С., 1971; Акмаев И.Г., 2001; Gallo-Payet N.,
Payet M. D., 2003; De Diego A.M.G., Gandía L., García A.G., 2008; Matsuoka H.,
2008; Henderson, I. W., 2011; Sandow, J., 2011; Young J. B., Landsberg L., 2011;
Séguin B., Brownlee L., Walsh P. J., 2013).
В
гуморальной
регуляции
функции
коры
адреналовых
желез
принимают гипотоламогипофизарная и ренин-ангиотензиновая системы.
Первая регулирует работу пучковой и сетчатой зон коры надпочечников,
вторая − клубочковой (Бажанова Е.Д., Черниговская Е.В., Данилова О.А.,
1998; Beishuizen A., Thijs L.G., 2003).
Важность функции гипофиза в регуляции адреналовых желез доказана
в первой половине ХХ века. Гипофизэктомия животных приводила к
атрофии надпочечников, которую могла предотвратить только пересадка
ткани гипофиза. Примерно в это же время ученым удалось получить АКТГ
(адренокортикотропный гормон гипофиза) в очищенном виде из овечьих и
свиных гипофизов (Whitworth E.J. et al., 2003).
В настоящее время доказано, что передняя доля гипофиза обладает в
известной мере спонтанной адренокортикотропной активностью. Основным
стимулятором продукции кортизола, кортикостерона и 17-кетостероидов
является АКТГ. Этот гормон оказывает стимулирующее влияние на
продукцию кортикостероидов преимущественно на стадии превращения
29
холестерина в прогестерон (Гончаров Н.П. и др., 1977; Дмитриев В.Б. и др.,
1988; Gallo-Payet N., Payet M. D., 2003; Murray S.A., Davis K., Gay V., 2003;
Vinson G.P., 2003). Помимо этого, АКТГ способен стимулировать
ферментные системы, обеспечивающие распад углеводов через пентозный
цикл, повышать проникновение глюкозы в клетки коры надпочечников,
вызывать уменьшение содержания холестерина, аскорбиновой кислоты и
гликогена в надпочечниках, стимулировать синтез белка в них, увеличение
потребления кислорода тканью надпочечников, повышая окислительное
фосфорилирование (Дмитриев В.Б. и др., 1988; Сорокин В.И., 2004; 2005;
Nadeau S., Rivest S., 2003). Эндокриноциты пучковой и сетчатой зон коры
надпочечников под влиянием АКТГ гиперплазируются и гипертрофируются
(Gallo-Payet N., Payet M. D., 2003; Murray S.A., Davis K., Gay V., 2003; Vinson
G.P.. 2003).
Циркуляция АКТГ в крови непродолжительна (3-5 мин), молекулы
гормона быстро разрушаются кровяными и тканевыми ферментами и
фиксируясь в надпочечниках и в почках (Vinson G.P.. 2003).
В настоящее время установлено существование обратной связи в
регуляции функции надпочечника гипофизом. Большие (выходящие за
пределы физиологических) дозы адреналина способны стимулировать
продукцию
АКТГ.
Ряд
авторов
отмечают
наличие
реципрокных
взаимоотношений между уровнем кортизола в крови и секрецией АКТГ:
понижение уровня кортизола приводит к повышению продукции АКТГ,
повышение концентрации кортизола - к торможению секреции АКТГ
(Дмитриев В.Б. и др., 1988; Murray S.A., Davis K., Gay V., 2003).
На уровень секреции АКТГ влияет гипоталамус. Повреждение или
раздражение различных центров данного отдела головного мозга приводит к
повышению
или
торможению
продукции
АКТГ.
В
гипоталамусе
суммируются нервные - исходящие из выше- и нижерасположенных отделов
нервной системы, и гуморальные влияния на синтез АКТГ. Повреждение
срединного возвышения или нарушение сосудистой связи гипофиза с
30
гипоталамусом не вызывает полного прекращения продукции АКТГ. При
этом гипофиз продолжает секретировать достаточное для поддержания
«базальной»
деятельности
надпочечников
количество
гормона,
но
надпочечники не реагируют повышением функции в ответ на обычные
стимуляторы (Gallo-Payet N., Payet M. D., 2003; Murray S.A., Davis K., Gay V.,
2003).
Стимулирующее
влияние
гипоталамуса
на
продукцию
АКТГ
осуществляется гуморальным путем. Фактор, стимулирующий выработку
АКТГ
(CRF
−
corticotrop
in-real
ising-factor),
вырабатываемый
гипоталамусом, поступает в переднюю долю гипофиза через портальную
систему (Hinson J. P. et al., 2001; Yonekubo K. et al ., 2002; Weidemann H. et
al., 2004).
Регуляцию продукции АКТГ, помимо гипоталамуса, осуществляют
различные отделы центральной нервной системы (миндалевидные ядра,
гиппокамп, ретикулярная формация срединного мозга, некоторые отделы
коры больших полушарий). Доказана роль высших отделов центральной
нервной системы в регуляции продукции АКТГ через условнорефлекторное
повышение функции коры надпочечников (Thomas M. et al., 2003; Moura E. et
al., 2006).
Таким образом, гипоталамус является конечным общим путем, через
который осуществляются влияния различных отделов регуляторной системы
организма на продукцию АКТГ.
Продукция АКТГ гипофизом и выработка кортикостероидов корой
надпочечников в физиологических условиях различна в разное время суток.
В современной научной литературе существует термин "локальные часы
надпочечников".
Данный
механизм
способен
упразднять
влияние
супрахиазматических ядер на эти органы, осуществляемое АКТГ (Oster H.,
Damerow S., Klessling et al., 2006; Dickmeis T., 2009; Wilkinson C.W., 2008;
Girotti M., Weinberg M.S., Spenser R.L., 2009). Ритмическая экспрессия
часовых генов в коре адреналовых желез отмечается у мышей, крыс и
31
обезьян, а также in vitro (Bittman E.L., Doherty L., Huang L. et al., 2003; Ishida
A., Mutoh T., Ueyama T. et al., 2005; Lemos D.R., Downs J.L., Urbanski H.F.,
2006; Oster H., Damerow S., Klessling et al., 2006; Torres-Farfan C., Rocco V.,
Monsy C. et al., 2006; Torres-Farfan C., Seryn-Ferre M., Dinet V., Korf H.W.,
2006; Fahrenkrug J., Hannibal J., Georg B., 2008; Valenzuela F.J., Torres-Farfan
C., Richter H.G., 2008). Периферический пейсмекер надпочечников получает
информацию из центральных биологических часов двумя путями: через
секрецию
АКТГ
ядрами,
и
гипофизом,
контролируемую
идентифицированный
супрахиазматическими
нейрональный
путь
между
супрахиазматическими ядрами и надпочечниками (Buijs R.M., Wortel J., Van
Heerikhuize J.J. et al., 1999). Солнечный свет стимулирует в коре адреналовых
желез продукцию и секрецию глюко- и минералокортикоидов, которые в
свою очередь влияют на суточные ритмы выделения серотонина из нейронов
шва среднего мозга (Balsalobre A., Brown S.A., Marcacci L. et al., Ishida A,
Mutoh T., Ueyama T. et al., 2005; Malek Z.S., Sage D., Pevet P., Raison S., 2007;
R. Hardeland et al., 2012).
Помимо
колебаний
активности
экскреции
АКТГ,
установлены
ритмические изменения экскреции альдостерона, кортизона. Скорость
продукции альдестерона зависит от физической активности и положения тела
в пространстве, изменения экскреции кортизона являются врожденными и не
зависят от условий жизни (Bittman E.L., Doherty L., Huang L. et al., 2003; Oster
H., Damerow S., Klessling et al., 2006; Fahrenkrug J., Hannibal J., Georg B.,
2008; Chung S., Son G.H., K. Kim, 2011).
Продукция
альдостерона
зависит
от
объема
внутрисосудистой
жидкости и ионного равновесия − содержания в плазме ионов натрия и
калия. На выработку альдостерона влияют импульсы с барорецепторов,
располагающихся в области каротидных синусов и в стенке правого
желудочка, а также с хеморецепторов, расположенных в сердечнососудистой системе. Уменьшение объема циркулирующей крови приводит к
значительному повышению продукции альдостерона − в десятки раз,
32
повышение
количества
альдостерона.
циркулирующей
Повышение
концентрации
крови
ионов
тормозит
калия
продукцию
приводит
к
увеличению продукции альдостерона, ионов натрия, напротив, тормозит
продукцию
альдостерона.
Особое
значение
имеет
коэффициент
натрий/калий, снижение которого приводит к повышению секреции
альдостерона.
Передача
импульсов,
стимулирующих
продукцию
альдостерона, надпочечникам осуществляется гуморальным путем. В то же
время некоторые депрессоры (резерпин, хлордиазоэпоксид) снижают
интенсивность экскреции альдостерона (Keating D.J. et al., 2004; Hinson J. P.
et al., 2001; Fray J., 2011; Liang, Z., 2011).
АКТГ оказывает незначительное влияние на продукцию альдостерона.
Гипофизэктомия приводит к уменьшению продукции альдостерона, а
инъекции АКТГ, соматотропного гормона ангиотензина II − вещества,
имеющего
прямое
отношение
к
гипертензивному
влиянию
почек,
адреногломерулотропина эпифиза, значительно повышают его продукцию
(Hall P. F., 2011).
Большое значение в регуляции продукции и экскрецию альдостерона
играют эпифиз и нервные образования, прилегающие к нему, в частности
центральное серое вещество в области задней спайки. Данные образования
способны оказывать на продукцию альдостерона как стимулирующее, так и
тормозящее воздействие (Tsuchimochi H., 2010; Geffen L. B., Jarrott B., 2011).
Нервная регуляция стероидогенеза осуществляется опосредованно,
через воздействие на ГМЦР коры адреналовых желез. Периферические
нервы, иннервирующие железы оказывают влияние на кровоснабжение
надпочечников, регулируют скорость кровотока в них (Himms-Hagen J.,
2011).
1.4 Влияние стресса и его коррекции на цитофизиологию
эндокриноцитов коркового и мозгового вещества адреналовых желёз
Факторы внешней среды, действующие на организм, в силу
особенностей своей природы вызывает ответную специфическую реакцию,
33
адекватную качеству и силе раздражения − стрессорную реакцию (Игнатова
Н. К., Христофорова Н. К., 2003; Левахин В. И. и др., 2008).
А.В. Вальдман в своих трудах особо подчеркивал, что физические
факторы, в том числе температура и иммобилизация, первично вызывают
эмоционально-стрессовую реакцию (Хныченко Л. К., Сапронов Н. С., 2003;
Горобец В.А., Некрасова И.И., Сапожникова О.Г., 2011).
Основатель концепции об общем адаптационном синдроме Г. Селье не
включал нервное звено регуляции ответной реакции организма на
воздействие (Селье Г., 1982). Однако в настоящее время большинство
исследователей признают ведущую и решающую роль нервной системы, в
частности гипоталамо-гипофизарной системы. Активность гипоталамогипофизарной системы является показателем активности защитных функций
при различных дестабилизирующих воздействиях. В качестве показателей ее
активности и стрессорной реакции принято использовать изменение
концентрации в крови кортикостерона (Сорокин В.И., 2005; Монастырев
A.M., Онищенко А.П., 2007; Азарных Т.Д., 2012; Нестеров Ю.В. и др., 2012;
Macho L. et al., 2008; Liang Z. et al., 2011, Walker C.-D., Anand K.J.S., Plotsky
P. M., 2011; Y. Kondo et al., 2013).
Сложный процесс адаптации организма начинается с мобилизации и
перераспределения резервов, с обеспечения ими систем, которые реагируют
на стресс-фактор. Мобилизация функции органов и тканей, ответственных за
адаптацию, происходит в результате активации стресс-системы и усиленного
выброса глюкокортикоидов и катехоламинов. При этом индекс надпочечника
(отношение массы надпочечника к массе тела) резко возрастает (Игнатова Н.
К., Христофорова Н. К., 2003; Sabban E. L., 2009).
Мобилизация функции надпочечника сопровождается изменением
гистологической картины. При стрессе обнаруживается полнокровие всех
звеньев кровеносного русла адреналовых желез, особенно резко выраженное
в клубочковой зоне. Капилляры
гиперемированы с имбибицией стенки
четкими эритроцитами и выходом части из них в перивазальные участки в
34
виде очаговых скоплений. Отмечается расширение просвета капилляров,
хорошо выражены перикапиллярные пространства, продолжающиеся между
кортикоцитами и содержащие отдельные клетки соединительнотканного
ряда. В некоторых случаях вокруг сосудов артериального звена (артериолы и
капилляры) наблюдаются мелкие диапедезные кровоизлияния (Vinson G. P. et
al., 2007; Ehrhart-Bornstein M., Bornstein S.R., 2008). При этом сохраняется
целостность
сосудистых
стенок,
чему
способствует
повышение
проницаемости капилляров и разрыхление сосудистых стенок вследствие
тканевой гипоксии. Визуализируются многочисленные стазы, престазы.
Происходит разрыхление капсулы органа, ее плазматическое пропитывание и
набухание. Клетки клубочковой зоны дискомплексированы, расположены
беспорядочно. Ядра клеток принимают угловатый ориентир, выражен
полиморфизм клеток (Кириллов Е.И., 1994; Нестеров Ю.В. и др., 2012).
Стресс вызывает изменения и в пучковой зоне: вакуолизация,
гипертрофия клеток, увеличение их количества дистрофия, вплоть до
фокусов цитолиза. Цитоплазма клеток гипохромна, без включений, что
говорит о дегрануляции этих клеточных элементов и выбросе большого
количества стероидных гормонов. В цитоплазме и ядерном аппарате
уменьшается количество зерен РНК и гликогена, что говорит о смещении
биосинтеза глюкокортикоидов в наружные отделы пучковой зоны, где клетки
значительно активизированы. Ядра клеток пучковой и сетчатой зон
преимущественно крупные, светлые, но также встречаются клетки с
гиперхромными, пикнотичными или ядрами уродливой формы и изменения
по типу формирования "аденоматозных" структур. Стресс-реакция, в
частности повышение глюкокортикоидов в крови, является инициатором
развития апоптоза клеток. Дискомплексация рядов клеток возникала в
результате отечных явлений и резкого расширения кровеносных капилляров
(Наумова Л.И., Родзаевская Е.Б., Полина Ю.В., 2007; Бузуева И.И. и др.,
2010; Корочкина Е.А., 2013; Sabban E. L., 2009).
35
В сетчатой зоне стресс проявляется ее компактным строением,
полнокровием, отеком разной степени. В данной зоне наблюдается
преобладание крупных магистральных капилляров, которые тесно связаны с
пучковой зоной и мозговым веществом, вследствие чего капиллярная
решетка в сетчатой зоне сгущена (Иванова И.К. и др., 2009; Корочкина Е.А.,
2013; Vinson G. P. et al., 2007; Walker C.D., Anand K.J.S., Plotsky P. M., 2011).
За
счет
усиления
кровенаполнения,
отека
и
увеличения
паренхиматозной массы коркового вещества ширина всех зон коры
увеличивается. Для стресс-реакции характерно исчезновение аскорбиновой
кислоты и общее обеднение коры надпочечников липидами, которые
определяются в виде мелких гранул, неравномерно распределенных в
цитоплазме клеток. Однако окраска суданом черным выявляет большое
количество суданофильных включений в клетках пучковой и сетчатой зон.
При длительном стрессе границы перехода одной зоны надпочечника в
другую становятся трудно различимыми. Длительный стресс проявляется
разреженностью клеток, часть которых содержали небольшое темное ядро и
ацидофильную цитоплазму, что свидетельствует о дегенерации клеток. У
других клеток ядро и цитоплазма выглядят более светлыми. Некоторые
клетки этой зоны содержат пигмент липофусцин (Наумова Л.И., Родзаевская
Е.Б., Полина Ю.В., 2007; Бузуева И.И. и др., 2010; Vinson G. P. et al., 2007;
Sabban E. L., 2009).
Стресс-реакция мозгового вещества проявляется в форме дистрофии и
даже некробиоза клеток, слиянии капилляров, нарушении целостности их
стенок и образованием диапедезных кровоизлияний. Граница между
корковым и мозговым веществами частично стирается (Sabban E. L., 2009).
К морфологическим проявлениям срыва адаптации (переутомления
клеточных элементов при гиперфункции коры) можно отнести появление так
называемых
колонками
«псевдотубулярных
клеток
визуализируются
пучковой
структур»,
зоны.
некротизирующиеся
В
располагающихся
просветах
кортикальные
между
"псевдотубул"
эндокриноциты,
36
единичные,
нечетко
очерченные,
бледно
окрашенные,
пикнотичные
эритроциты, плазмоподобная аморфного вида, розоватая жидкость (Бузуева
И.И. и др., 2010; Корочкина Е.А., 2013; Walker C.-D., Anand K.J.S., Plotsky P.
M., 2011)..
Фармакологическая коррекция стресса основывается на принципах
оптимизации функционирования систем, изменившаяся под действием
стресс-факторов, а также предупреждения либо устранения изменений,
которые происходят в тканях организма (Яременко К.В., 1990; Доровских
В.А. и др., 2006; Доровских В.А., Симонова Н.В., 2007; Протасов Б.И.,
Комиссаров И.И., 2012).
Поиск и изучение препаратов оздоровительно-профилактического
действия, содержащих биологически активные вещества, проводится с целью
повышения устойчивости организма к воздействию стрессовых факторов
(Поветьева Т.Н., Пашинский В.Г., 2005; Арестова И.Ю., Алексеев В.В., 2012;
Барнаулов О.Д., Осипова Т.В., 2012; Донченко О.А. и др., 2013).
К
фармакологической
группе
адаптогенов
относят
препараты,
повышающие неспецифическую сопротивляемость организма (Лазарев Н.В.,
Люблина Е.И., Розин М.А., 1959; Лазарев Н.В., 1961; Забродин О.Н., 2005;
Яременко К.В., 2005). В современной биомедицине используется широкий
спектр адаптогенов природного и искусственного происхождения. Состояние
неспецифически повышенной сопротивляемости организма возникает и
усиливается при введении в организм производных бензимидазола,
цианокобаламина, галеновых препаратов (Кушнерова Н.Ф., Добряков Ю.И.,
Спрыгин В.Г., 2003; Нестерова Ю.В. и др., 2003; Кравцова С.С. и др., 2005;
Аюшиева С.Р. и др., 2008; Иванова И.М. и др., 2011; Башилов А.В., 2012;
Башилов А.В., Великий С.В., Спиридович Е.В., 2012; Krasnov E.A., Avdeeva
E.Y., Raldugin V.A., 2009; Boziaris I.S. et al., 2011).
Воздействие адаптогенов сводится к стресс-протекторному действию;
повышению резистентности биоструктур к повреждающему действию
вредных
факторов;
инициации
генетически
детерминированной
37
биопрограммы формирования состояния неспецифически повышенной
сопротивляемости; изменению биохимических параметров энергетического
метаболизма; активации гликолитических и аэробных путей энергетического
обмена; накоплении субстратов окисления; стимуляции биосинтеза белков и
нуклеиновых
кислот;
усилении
функций
клеточного
естественного
иммунитета − влияние на биохимическую систему пептидных гормонов
(ErnsterL., Forsmark Р., Nordenbrand К., 1992).
Синтетические препараты сукцинат оксиметилурацила и мексидол, а
также экстракты корня солодки, элеутерококка и радиолы розовой
ограничивают стрессовую активацию перикисного окисления липидов,
уменьшают гиперферментемию и оказывают благоприятное действие на
системные эффекты стресса. В механизме протекторного действия сукцината
оксиметилурацила,
в
отличие
от
мексидола,
присутствует
антикатаболический эффект.
Коррегирующее действие данных препаратов основано на способности
ингибировать перекисное окисление липидов и сохранять целостность
клеточных
мембран
и
связано
и
с
активацией
энергозависимых
метаболических реакций, которые были угнетены стрессом. Экстракт из
корневищ
бадана
толстолистного
стимулирует
Т-клеточное
звено
иммунитета. Адаптогенный эффект ксеноновой терапии основан на
селективном повышении уровня лимфоцитов в крови. Озон вызывает
коррекцию лейкоцитарной формулы, реактивности и психосоматического
состояния.
Селенсодержащие препараты оказывают положительное влияние на
обменные процессы: увеличение содержания гемоглобина, эритроцитов,
лейкоцитов, глюкозы, амилазы и уровня общего белка; понижение уровня
общего билирубина, АсАТ и АлАТ (Соколов С.Я., 2000; Мамонтова Е.В.,
Семенищева О.Е., 20113). Синтетические селенсодержащие препараты могут
быть заменены экстрактами растений, аккумулирующих селен (корень
солодки, хвощ полевой, донник и др.). При этом часть растений, кроме
38
селена, содержат почти весь спектр необходимых минералов и столь же
действенных,
как
и
сам
селен,
антиоксидантов
(витамины
А,Е,С;
аминокислоты, биофлавоноиды, полисахариды, терпены и т.д.) (Алешкина
А.Я., 1962; Барнаулов О.Д. и др., 1983; Барнаулов О.Д., 2001;Барнаулов О.Д.,
Поспелова М.Л., 2006; Крендаль Ф.П. и др., 2007; Зыкова И.Д., Ефремов
А.А., 2011; Мовсумов И.С., Гараев Э.А., Юсифова Д.Ю., 2011; Кохан С.Т.,
Патеюк А.В., Мондодоев А.Г., 2012; Vasiliauskas A. et al., 2004).
Природные
цеолиты
увеличивают
толерантность
систем
плазмокоагуляции к тромбопластинемии, что проявляется ограничением
факторов свертывающей и противосвертывающей систем, а также повышает
устойчивость тромбоцитов к повреждающему воздействию в связи с
ограничением активации свободнорадикальных процессов в кровяных
пластинках. В состав ряда официнальных препаратов адаптогенов входят
также настойки листьев женьшеня и корней акантопанакса, аралии, левзеи,
заманихи, лимонника.
1.5 Морфологические и биохимические показатели сыворотки
крови самок млекопитающих при стрессе и в условиях его коррекции
Изменение среды обитания организма (стресс), вызывает определенные
ответные
реакции,
сопровождаемые
немедленными
биохимическими
реакциями крови и изменениями количества в ней форменных элементов.
Степень
изменения
продолжительности
находится
действия
в
прямой
стресс-фактора
зависимости
(Дигурова
от
силы
И.И.,
и
2009;
Сотникова Е.Д., 2009; Максимов А.Г., 2010; Карпунина Л.В., Кикалова Т.П.,
Сметанина М.В., 2010; Вишневская Т.Я., Абрамова Л.Л., 2012; Вишневская
Т.Я., 2012; А.В. Севрюков, Т.С. Колмакова, Ю.И. Левченко и др., 2014).
Хронический стресс влияет незначительно на количество клеток (в
пределах нормы), при остром стрессе наблюдаются изменения, выходящие за
пределы
среднестатистических
показателей.
Острая
стресс-реакция
сопровождается кратковременным (сутки) повышением стероидогенеза
корой надпочечников. При это отмечается выраженное резкое падение числа
39
лимфоцитов и эозинофилов в белой крови, значительным увеличением числа
юных и палочкоядерных и сегментоядерных нейтрофилов, эритроцитов.
Количество гемоглобина повышается незначительно, вследствие выработки
положительных условных рефлексов уменьшает содержание гемоглобина.
Стресс стимулирует выброс эритроцитов в кровь, что приводит к увеличению
содержания
гемоглобина
травмирующей
в
адаптации.
крови,
Данные
дает
возможность
изменения
для
выходят
за
менее
пределы
физиологической нормы, что свидетельствует о развитии стресс-реакций при
остром стрессе (Архипенко Ю.В. и др., 1999; Зинчук В.В., Глебов А.Н., 2007;
Романова Т.П. и др., 2013).
Стрессиндуцированное
кратковременное
увеличение
количества
лейкоцитов возникает в результате их «выброса» в кровь из костного мозга
или других тканей, носит реактивный характер и исчезает вместе с
обусловившей его причиной. Под действием катехоламинов гранулоциты
вымываются со стенок сосудов, что повышает количество свободно
циркулирующих клеток (Федоров Б.М., 1990; Дигурова И.И., Гущин А.Г.,
Карева Ю.В., 2007; Цымбал А.А. и др., 2011).
Хронический стресс, приводящий к истощению симпатического отдела
ЦНС, провоцирует уменьшение количества лейкоцитов, связанное также с
торможением и угнетением продукции созревания и выхода лейкоцитов из
костного мозга, а также с их перераспределением в кровяном русле. Это
свидетельствует о снижении иммунитета. Восстановление нормального
количества лейкоцитов может длиться несколько месяцев и обусловлено с
истощением сосудистого и костномозгового гранулоцитарных резервов
(Шилов Ю.И., Орлова Е.Г., 2002; Шилов Ю.И., Лапин Д.В., Орлова Е.Г.,
2005).
Увеличение
числа
палочкоядерных
нейтрофилов
и
некоторое
ускорение созревания сегментоядерных нейтрофилов при остром стрессе
связано с увеличением поступления в циркуляцию костномозговых
нейтрофилов, рекрутирование которых потенцируется глюкокортикоидами и
40
катехоламинами. Хронический стресс также вызывает рост числа клеток за
счет поддержания повышенной продуктивности костного мозга. При
длительном стрессе количество нейтрофилов может снижаться (Мерзлякова
Е.А., Трошин Е.И., Васильев Ю.Г, 2006).
Уменьшение количества эозинофилов вызвано влиянием АКТГ и
связано с выходом этих клеток из крови в соединительную ткань (Дигурова
И.И., 2009; Сотникова Е.Д., 2009).
Одним из универсальных стресс-реализующих факторов является
тромбопластинемия и тромбонемия. Стресс провоцирует повышенную
мембранодеструкцию и насыщение циркулирующего кровотока обломками
плазматических мембран и мембран органелл клеток крови или других
тканей, которые в результате гемолиза или цитолиза превращаются в
тромбопластические субстанции. Тромбопластины активируют более ранние
этапы
плазмокоагуляции,
фибринолиз,
систему
комплемента,
противосвертывающую и другие плазменные ферментные системы, изменяя
реологию крови. Тромбин изменяет метаболизм полинасыщенных жирных
кислот в тромбоцитах и эндотелиоцитах и, способствуя выбросу вазотропных
субстанций, определяет микроциркуляцию в органах и тканях. В ответ на
тромбонемию эндокринные структуры активно выделяют в кровь гормоны
стрессорного ряда (Сотникова Е.Д., 2009).
В
первую
кратковременную
фазу
стресса
происходит
общая
мобилизация защитных механизмов для противодействия стресс-факторам. В
настоящее
время
многоуровневой
установлено
существование
в
организме
сложной
макрофагально-лимфоцитарно-гипоталамо-гипофизарной
стресс-реализующей системы, в состав которой входят регуляторные
механизмы, работающие по принципу отрицательной обратной связи.
Глюкокортикоиды способны ингибировать экспрессию цитокиновых генов в
макрофагах и ограничивают участие лейкоцитарных клеток в активации
симпато-адреналовой системы (Бекман Э.М. и др., 2006; Дремза Я.К., 2006).
41
Уменьшение популяций Т-лимфоцитов, связанное с выбросом из депо
в
кровоток
малодифференцированных
форм
лимфоцитов,
является
адекватной неспецифической реакцией организма на любой
направленной
на
быструю
компенсацию
состояния.
стресс,
Увеличение
концентрации в сыворотке крови основных медиаторов стресс-реализующих
систем – катехоламинов и глюкокортикоидов − является ответной реакцией
на активацию мононуклеарных фагоцитов и лимфоцитарного звена системы
иммунобиологического надзора при стрессе (Матюшичев В.Б., Усманова
С.Р., Шамратова В.Г., 2009).
Глюкокортикоиды
опосредованно,
через
действие
цитокинов,
стимулируют развитие «лимфоидного пика» в костном мозге. Кроме того,
глюкокортикоидные гормоны потенцируют миграцию Т-лимфоцитов в
лимфоузлы и в тимус, где тимоциты вступают в кооперацию с макрофагами.
В результате происходит усиление продукции различных цитокинов,
обладающих гемопоэтической активностью, что и обусловливает активацию
кроветворения. Наибольшей гемопоэтической активностью и способностью
стимулировать симпатоадреналовую систему обладает Ил-1 (Гумен А.В. и
др., 2006; Lauc G. et al., 1998).
Активирующее
симпатоадреналовую
влияние
систему
эндокринных
реализуется
на
цитокинов
на
гипоталамическом
и
гипофизарно - надпочечниковых уровнях. Ил-1, Ил-2, Ил-6 усиливают синтез
предшественников АКТГ и опиоидных пептидов и кортикостероидов. Ил-1
непосредственно
воздействует
на
надпочечники
через
катехоламинозависимый механизм, стимулирует секрецию адреналина
мозговым слоем надпочечников (Корнева Е.А., Шанин С.Н., Рыбакина Е.Г.,
2000; Рыбакина Е.Г., Корнева Е.А., 2002, 2005; Бажанова Е.Д., Теплый Д.Л.,
2004; Dinarello C.A., 1999; Holland J.W., Pottinger T.G., Secombes C.J., 2002;
Judd A.M. et al., 2000; Päth G., Scherbaum W. A., Bornstein S. R., 2000;
Willenberg H.S. et al., 2002).
42
1.6 Заключение к обзору литературы
Надпочечники, являясь одним из наиболее значимых органов
эндокринной системы, весьма вариабельны и видоспецифичны в топографии
и морфологии. Сложность строения коры и медулы, их интраорганной
васкуляризации обусловлены многообразием функций. Анализ научной
литературы показал, что достаточно полно изучена структурная организация
паренхиматозно-стромального компонента и сосудистого русла адреналовых
желёз. Однако многие вопросы, касающиеся морфофункциональных основ
адаптационной
пластичности
тканей
надпочечников
неполовозрелых
крольчих при воздействии экзогенных факторов и понимания механизмов
реализации их гистотипических потенций при коррекции стресс-реакций,
требуют дальнейшего изучения.
Гематологическая
компонента
является
одним
из
основных
механизмов индукции стресс-реакции, узловым звеном в формировании
гормонально-метаболического
статуса
организма.
Отклонение
в
морфологическом составе крови от средних показателей, даже не выходящие
за рамки нормы, может говорить о негативных изменениях в гомеостазе при
стрессорных воздействиях. В гуморальной регуляции функций адреналовых
желез
принимают
участие
гипотоламогипофизарная
и
ренин-
ангиотензиновая системы. Влиянием первой объясняется существование
физиологических ритмов секреции гормонов надпочечника. Активность
гипоталамо-гипофизарной
системы
(синтез
кортикостерона)
является
показателем реализации защитных функций организма при стрессе.
В современной биомедицине при развитии стресс-реакций у животных
используется широкий спектр адаптогенов. Сложный процесс адаптации
организма начинается с мобилизации и перераспределения резервов данной
системы и сопровождается изменением гистологической картины коркового
и мозгового вещества надпочечников. Морфологический состав крови может
служить тестовым показателем функционального состояния и эффективности
проводимой терапии.
43
2 МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
Работа выполнена в период с 2011 по 2013
кролиководческой
фермы
КФХ
«Зобнин»
годы на базе
Кваркенского
района
Оренбургской области, а также в условиях кафедры морфологии, физиологии
и патологии ФГБОУ ВПО «Оренбургский государственный аграрный
университет».
Экспериментальная часть исследования проводилась на базе КФХ
«Зобнин» Кваркенского района Оренбургской области, а также в условиях
кафедры морфологии, физиологии и патологии ФГБОУ ВПО «Оренбургский
государственный
аграрный
университет».
При
выполнении
экспериментальной части исследования руководствовались положениями
«Европейской конвенции о защите позвоночных животных, используемых
для экспериментальных и других научных целей» и законодательством
Российской Федерации.
С целью изучения морфофункциональной реактивности адреналовых
желёз крольчих в условиях индуцированного стресса и в процессе
адаптивной реакции были сформированы контрольная и две опытных группы
животных. Для комплектации групп использовали клинически здоровых
неполовозрелых крольчих породы советская шиншилла, в возрасте трех
месяцев, аналоги по массе, содержавшихся в одних условиях и получавших
одинаковый внутрихозяйственный рацион. Контрольная группа животных не
подвергалась какому либо воздействию. Животные опытной группы на
протяжении 14 суток подвергались технологическому стрессу: уплотнённая
посадка (0,05 м2 на голову, при норме 0,15−0,20 м2) в сочетании с высокой
климатической температурой (33,0 ± 2,5°C).
Объектом исследования служили адреналовые железы крольчих. Забор
материала для исследований осуществляли у самок всех исследуемых групп,
поствитально при убое с хозяйственной целью (акты прилагаются). Материал
в каждой группе брали не менее чем от 3-х голов. Всего в опыте
использовано 45 животных (табл. 1).
44
Гистологические пробы брали поствитально, не позднее одного
часа. Перед убоем у животных в одно и то же время измеряли
температуру, пульс, дыхание, из краевой ушной вены брали пробы крови
для ее биохимического исследования, определения в сыворотке крови
концентрации гормонов: кортизола, ДГЭА-с и прогестерона-0,1.
Таблица 1− Характеристика исследованных животных (n - голов)
Возраст,
мес.
3
3
3
3
3
3
Физиологическое
состояние
Проведение эксперимента (июль 2012 г.)
Контрольная группа
1 опытная группа
(на фоне влияния стресс-факторов)
2 опытная группа
(коррекция стресс-реакции препаратом «Лигфол»
Повтор эксперимента (июль 2013 г)
Контрольная группа
1 опытная группа
(на фоне влияния стресс-факторов)
2 опытная группа
(коррекция стресс-реакции препаратом «Лигфол»
ИТОГО
Количество
животных (гол.)
10
10
10
3
6
6
45
КФХ «Зобнин» находится в благополучной зоне по инфекционным и
инвазионным заболеваниям. В течение всего экспериментального периода
животные содержались в одинаковых условиях и обслуживались одним
кролиководом.
Таблица 2 − Схема рациона крольчих в КФХ «Зобнин» (по Бондаренко
С.П., 2003)
Показатели
Неполовозрелые,
интактные крольчихи
Летний период
Зерно ячменя цельное, г
Отруби пшеничные, г
Жмых подсолнечный, г
Дрожжи кормовые, г
Рыбная мука, г
Трава подвяленная (луговая), г
Поваренная соль, г
68,0
13,0
13,0
238,0
1,0
45
При формировании групп аналогов (в соответствии с периодизацией
Rommers J.M., Kemp B., Meijerhof R., 1999) животных отбирали по возрасту,
живой массе, телосложению, упитанности, клиническому (t°С, ЧСС, ЧДД),
физиологическому состоянию. Возраст крольчих определяли по данным
регистрационных записей журналов учета зооветслужбы хозяйства, по
скелету и зубам (Шевченко Б.П., Дегтярев В.В., Абрамова Л.Л., Маховых
М.Ю., 2010). Кормление животных осуществляли по нормам ВИЖа,
состав рациона представлен в таблице 2.
Проведение экспериментальной части исследования предусматривало
изучение влияния стресс-реакции и коррегирующего эффекта от воздействия
препарата «Лигфол» на морфофизиологию и адаптационную пластичность
тканей надпочечников крольчих.
«Лигфол» – препарат (воднодисперсный комплекс), обладающий
адаптогенной
и
стресс-корректорной
активностью.
Он
повышает
резистентность организма к неблагоприятным воздействиям, способствует
сохранению состояния здоровья и продуктивности животных (Chrousos G.R.,
1998). В основе валеопозитивных эффектов препарата «Лигфол» лежат
иммуно-антиоксидантные
механизмы
мобилизация
активизация
фагоцитов,
(антирадикальная
антиоксидантной
активность,
защиты
и
иммунокомпетентных органов), что заинтересовало нас с точки зрения
изучения
его
влияния,
как
адаптогена
и
стресс-корректора
на
морфофизиологию надпочечников неполовозрелых крольчих в условиях
индуцированной стресс-реакции.
В связи с тем, что в наставлении по применению препарата «Лигфол»
присутствует информация о дозах, рекомендуемых к применению на
домашних животных (кошках, собаках), нами впервые проведен опыт по
использованию препарата в этой же дозе на неполовозрелых крольчихах.
Первая группа крольчих служила контролем. У животных второй
(опытной)
группы
экспериментально
индуцировали
стресс-реакцию
комбинированным воздействием стресс-факторов (уплотненная посадка −
46
0,05 м2 на голову, в сочетании с высокой внешней температурой 33,0 ±
2,5°C) в течение 14 суток. Крольчихам третьей (опытной) группы вводили
препарат «Лигфол» внутримышечно, во внутреннюю сторону бедра в дозе
0,1 мл/кг, двухкратно (за трое суток и в первые сутки начала стресс-реакции).
Наступление стресс-реакции оценивали эозинофильным тестом по
методу И.С. Пирамишвили (1962) в модификации Д.А. Устинова (1976). По
этой методике подсчет количества эозинофилов проводили в счетных
камерах с использованием жидкости, состоящей из эозина калия, формалина
и дистиллированной воды, которая лизировала все формы лейкоцитов, кроме
эозинофилов, и одновременно окрашивала эозинофилы в ярко-красный цвет.
Анатомические исследования
Изучение анатомо-топографических особенностей, синтопии, морфометрии, определение массы и источников экстраорганной васкуляризации надпочечников (45 животных)
Гистологические исследования
Тривиальные методы окрашивания, селективное выявление углеводсодержащих
биополимеров, липидов, РНК в микроструктурах органа (135 проб)
Субмикроскопические исследования органа
Трансмиссионная электронная микроскопия, микрометрия основных клеточных
элементов, органотипических структур надпочечников (42 пробы)
Гематологическое исследование
(45 проб)
Биохимические исследования сыворотки крови
крольчих на содержание гормонов: кортизола, ДГЭА-с, прогестерона-0,1-с (45 проб)
МОРФОМЕТРИЯ
│
СТАТИСТИЧЕСКАЯ ОБРАБОТКА МАТЕРИАЛА
│
РЕАЛИЗАЦИЯ
│
│
В УЧЕБНЫЙ
В ПРОМЫШЛЕННОЕ
ПРОЦЕСС
КРОЛИКОВОДСТВО
Рис. 1 - Схема опыта
47
В этот период учитывали поведение животных, состояние шерстного
покрова и видимых слизистых оболочек, отношение к пище и воде,
подвижность, ритм и частоту дыхания и сердцебиения.
Экспериментальная часть включала в себя комплексное исследование,
которое проводили согласно схеме опыта, представленной на рисунке 1.
Анатомические исследования. Изучение морфологии адреналовых
желёз неполовозрелых крольчих складывалось из описания топографии,
синтопии, выявления анатомо-топографических особенностей органа и
источников его экстраорганной васкуляризации.
Описание топографии адреналовых желёз начинали с того, что
животное размещали в спинном положении, при вскрытии брюшной полости
по белой линии живота отводили в стороны её стенки, добивались
обзорности правой и левой железы. При этом печень, желудок, селезёнка,
почки, адреналовые железы, кишечник и сосуды брюшной полости
оставались на местах.
Выявляя анатомо-топографические особенности, учитывали положение
адреналовых
желёз
относительно
поясничных
позвонков.
Изучая
крупных
кровеносных
синтопию
сосудов
адреналовых
и
желёз,
рассматривали отношение органов брюшной полости к медиальному и
латеральному краям, а также к дорсальной и вентральной поверхностям
исследуемых органов.
Сегментарную синтопию средней трети тела кроликов проводили
методом классических распилов замороженных трупов по Пирогову. С трупа
животного снимали кожу, телу придавали естественное положение в
пространстве для сохранения анатомических форм и границ внутренних
органов. Далее труп замораживали при температуре -20ºС, длительность
экспозиции не менее 12 часов. Распилы замороженных трупов производили в
соответствии с анатомо-топографическими ориентирами.
Массу правой и левой адреналовых желёз кроликов определяли путём
взвешивания на аналитических весах ВЛР-200, объём – по количеству
48
вытесненной жидкости из мерного цилиндра. Линейные размеры: ширину,
длину и высоту адреналовых желёз измеряли штангенциркулем с ценой
деления 0,05 мм.
При исследовании ангиоархитектоники надпочечных желез кроликов
использовали нативный трупный материал. До фиксации трупов в
формалине проводили наливку артерий адреналовых желёз через грудную
аорту по В.Н. Степановой (1949). Наливка сосудов осуществлялась
самозатвердевающей латексной массой (Parade W100). Предварительно
артерии и вены промывали транскапиллярно теплым изотоническим
раствором хлорида натрия (30 – 40ºС), аорта и полая вена оставались
открытыми, после чего вводили приготовленную инъекционную массу.
Артерии заполняли латексной массой, подкрашенной дисперсионными
синтетическими красителями (Маховых М.Ю., Шевченко Б.П., Пашинин
Н.С., 2006): артерии − в красный цвет, а вены – в синий. Степень заполнения
сосудов контролировали по наполнению брыжеечных артерий и вен. Объем
инъецированного латекса составлял 15 – 20 мл. Наливку венозной системы
надпочечных желёз осуществляли через каудальную полую вену.
Далее препарат фиксировали пять суток в 3%-ном растворе формалина,
а затем в течение 15 дней его концентрацию постепенно доводили до 15%.
Перед исследованием препараты вымачивали 24 часа в холодной проточной
воде. Сосудистое русло органов и тканей почечной области изучали под
бинокулярным стереоскопическим микроскопом МБС-9. Ход и ветвление
сосудов зарисовывали и фотографировали.
Материалом
для
гистологического
исследования
служили
гистологические пробы надпочечных желез (1см3) от неполовозрелых самок
всех исследуемых групп. Гистологический материал фиксировали в 10%-ном
растворе нейтрального формалина, проводили через батарею спиртов
возрастающей крепости и заливали в парафин. Гистосрезы толщиной 4−5
мкм подвергали тривиальному методу окрашивания гематоксилином Майера
и эозином, РНК выявляли по Браше, с использованием контроля
49
рибонуклеазой поджелудочной железы (Киссели Д., 1962; Луппа X., 1980),
липиды в тканях надпочечника окрашивали суданом III по Кею и Уайхэду
(Key W., Whitehead R., 1941), с последующей докраской гематоксилином,
углеводсодержащие биополимеры выявляли PAS-реакцией по Хочкису
(Hotchkiss R. D., 1948). Сосуды ГМЦР адреналовой железы выявляли
импрегнацией нитратом серебра по Бильшовскому-Грос в модификации Б.И.
Лаврентьева (1946), с последующей докраской ядер кармином и по методу
Глиса (Glees Р., 1954). Световую микроскопию осуществляли при помощи
микроскопа Micros MSD 500 (Австрия), оснащенного цифровой камерой.
При проведении гистохимической реакции нами проведена следующая
методика: на предметные стекла наклеивали серию парафиновых срезов
образцов ткани надпочечника, взятых от животных разных групп, и,
одномоментно стёкла погружали в каждый раствор.
Цитологическое исследование проб надпочечной железы (0,025 см3 −
для изготовления ультратонких срезов) начинали с фиксации в охлажденном
2,5%-ном растворе глютарового альдегида на фосфатном буфере (рН 7,4).
После общепринятой подготовки и дегидратации материал заключали в
смесь эпон-аралдит и на ультратоме LKB V (Швеция) изготавливали срезы
толщиной
0,07−0,08
толуидинового
мкм,
синего,
которые
окрашивали
приготовленного
на
1%-ным
раствором
2,5%
безводной
соде.Электронную микроскопию производили на микроскопе JEM - 7A
(Япония).
Морфометрическое
исследование
цито-
и
гистоструктур
надпочечников, количественную информацию об объемах и других
параметрах клеточных структур, их ядер, наружных диаметрах сосудов
ГМЦР,
а
также
о
соотношении
площадей
эпителиальных
и
соединительнотканных компонентов получали при использовании винтового
окуляр-микрометра МОВ-1-15х1500 (ГОСТ 15150-69) и лицензионной
программы «ТестМорфо-4.0». В отдельном образце ткани измерение каждого
50
показателя осуществляли не менее чем в 16 полях зрения каждого объекта
(Автандилов Г.Г., 2002).
Биохимическое
исследование
крови
проводили
по следующим
методикам и показателям: количество гемоглобина, эритроцитов, лейкоцитов
определялось гематологическим анализатором Medoniс СА 620. Прибор
использует
для
подсчета
кондуктометрический
метод,
клеток
а
и
для
измерения
измерения
их
размеров
гемоглобина
–
колориметрический метод (Кондрахин И.П., 1985).
Общий белок сыворотки крови исследовали по биуретовой реакции,
АСТ и АЛТ – кинетическим спектрофотометрическим методом, кальций –
унифицированным калориметрическим методом, фосфор – UV- методом без
депротеинизации (Камышников В.С., 2000; Тиц Н.У., 2003; Клиническое
руководство, 2004). Коэффициент де Ритиса
вычисляли исходя из
соотношения АСТ/АЛТ (Медведева М.А., 2008).
Концентрацию гормонов кортизола, ДГЭА-с и прогестерона-0,1 в
сыворотке крови осуществляли методом твердофазного иммуноферментного
анализа на спектрофотометре «Multiscan Labsystems» (Финляндия), с
использованием стандартных наборов реагентов: «Кортизол ИФА-БЕСТ»
(«Вектор BECT»), «Стероид ИФА-ДГЭА-сульфат» (ООО «Алкор БИО»,
Москва), «Стероид ИФА-прогестерон-01» (Санкт-Петербург).
Статистическая
обработка
данных
результатов
исследований
заключалась в построении вариационных рядов, определении средних
величин показателей вариации и проверке нормальности распределений
полученных данных при использовании программы «Microsoft Excel»
(Базаров М.К., 2008). Для оценки различий двух групп показателей
применяли
критерий
морфометрических
достоверности
показателей
Стъюдента.
гистоструктур
Взаимовлияние
выражали
через
коэффициенты парной корреляции (Автандилов Г.Г., 2002).
Изучение
анатомо-топографических
особенностей,
синтопии,
макроморфометрии, определение массы и источников экстраорганной
51
васкуляризации
исследование
надпочечников,
их
приготовление
гистоструктуры,
гистопрепаратов,
морфометрию
структур,
статистическую обработку полученных данных и их корреляционный
анализ проводили в условиях кафедры морфологии, физиологии и
патологии ФГБОУ ВПО Оренбургский ГАУ. Получение ультратонких
срезов
и
их
электронную
микроскопию
осуществляли
на
базе
лаборатории электронной микроскопии ФГУ «Всероссийский центр
глазной и пластической хирургии Росздрава» (г. Уфа). Исследование
концентрации гормонов в сыворотке крови крольчих проводили на базе
лаборатории ЗАО «НВО Иммунотех» (Москва). Биохимический анализ
крови проводили в гематологической лаборатории ВНИИМС РАСХН.
Названия анатомических, гистологических и эмбриологических
структур и образований приведены в соответствии с Международной
(Парижской) анатомической и гистологической номенклатурой (N.A.V.,
N.H., N.E.V.,1994), уточненной на международных конгрессах, а русские
эквиваленты – по четверой редакции Международной ветеринарной
анатомической номенклатуры (Зеленевский Н.В., 2003).
52
3. РЕЗУЛЬТАТЫ СОБСТВЕННЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ
3.1
Анатомо-топографические
особенности,
источники
экстраорганной васкуляризации адреналовых желёз самок кроликов
Адреналовые железы неполовозрелых крольчих в возрасте трёх
месяцев представляют собой парные органы: правая – уплощённо-овальной,
а левая − округлой формы (рис.1).
При диссекции трупа кролика в спинном положении надпочечные
железы обнаруживаются только после смещения кишечника в сторону.
Надпочечники бело-желтого цвета, расположены в почечной области
краниального отдела забрюшинного пространства (рис.1).
Рис. 1 − Топография надпочечной железы кролика: А – правосторонняя
область; Б – левосторонняя область. 1 – правый надпочечник; 2 – левый
надпочечник; 3 – правая почка; 4 – печень; 5 – селезенка; 6 – тонкий отдел
кишечника; 7 – аорта, каудальная полая вена; 8 – почечная артерия
В нормальном положении надпочечники удерживает окружающая
жировая и соединительнотканная капсулы. При исследовании топографии
адреналовых желёз установлено, что правая железа располагается в пределах
T12 и T13, а левая – в пределах L2 и L3.
Правая надпочечная железа располагается краниомедиально на
расстоянии 10 милиметров от почки, между брюшной аортой и каудальной
53
полой веной (рис.1, А). Левая железа лежит медиально на расстоянии 5−8
милиметров от переднего полюса почки в почечном жировом депо, ближе к
брюшной аорте и рядом с почечной артерией (рис.1, Б).
.
Рис.2 − А. Поперечный распил тела кролика между T12 и T13 позвонками; Б.
Поперечный распил между L1 и L2 позвонками. 1 – правая почка; 1' – левая
почка; 2 – квадратная доля печени; 3 – поджелудочная железа; 4 – толстый
отдел кишечника; 5 – желудок; 6 – аорта, каудальная полая вена; 7 –
брыжейка; 8 – тонкий отдел кишечника; 9 – правый надпочечник; 9' – левый
надпочечник; 10 – спинной мозг
54
На туловище правая адреналовая железа проецируется на каудальный
край последнего ребра.
На поперечном распиле тела кролика между грудными позвонками
Th12 и Th13 анатомическим ориентиром служила правая почка (рис.2, А). Её
каудальный конец лежит на почечном вдавлении хвостатой доли печени,
которая в свою очередь граничит со слепой кишкой. Правая надпочечная
железа
на
поперечном
разрезе
имеет
уплощённо-овальную
форму,
располагается медиально от правой почки, граничит с нисходящим коленом
12-перстной кишки, а вентральной своей поверхностью прилежит к
начальным петлям тощей кишки (рис.2, А).
Сегментарный срез между поясничными позвонками L1 и L2 позволил
охарактеризовать
синтопию
левой
почки
следующим
образом.
Её
латеральная поверхность граничит с брюшной стенкой, дорсальная с
мышцами
поясничного
позвоночного
столба.
Вентральная
и
часть
медиальной поверхности граничат с петлями тощей кишки (рис.2, Б). Левая
надпочечная железа на срезе имеет округлую форму, прилегает латеральной
поверхностью непосредственно к капсуле левой почки, а с медиальной
стороны граничит с петлями тощей кишки (рис.2, Б).
Рис.3− Экстраорганная артериальная васкуляризация левой околопочечной
области и надпочечника неполовозрелой крольчихи: 1 – ободочная кишка; 2
– левая почка; 3 – брюшная аорта; 4 – желудок; 5 – селезёнка; 6 –левый
надпочечник; 7 – почечная артерия; 8 – почечное жировое депо
55
Особенности экстраорганной васкуляризации адреналовых желёз
неполовозрелых крольчих связаны с ограниченным количеством источников
васкуляризации, что в том числе частично обусловлено аблитерацией
венозных сосудов.
У
крольчих
в
возрасте
трёх
месяцев
ангиоархитектоника
надпочечников осуществляется артериями, в 60% случаев − отходящими от
почечных, в 30−35% − от краниальной брюшной артерии и в 5−8% − от
первой или второй поясничных артерий. Каждая почечная артерия отходит
от брюшной аорты, делится по магистральному типу на три-пять ветвей,
которые лежат в воротах почек между мочеточником и лежащей кпереди от
него почечной веной (рис.3).
У крольчих правый надпочечник расположен на бóльшем расстоянии
от брюшной аорты, чем левый, и кровоснабжается собственной надпочечной
артерией, отдающей вторичные (краниальные, средние и каудальные)
надпочечные и добавочные артерии, обеспечивающие васкуляризацию
жирового депо и лимфатического узла (рис.4).
Рис. 4 − Экстраорганная артериальная васкуляризация правой околопочечной
области и надпочечника неполовозрелой крольчихи: 1 – брюшная аорта; 2 –
почечная артерия; 3 – надпочечная артерия; 4 – правая почка; 5 – левая
почка; 6 – поясничные мышцы; 7 – краниальная брюшная артерия; 8 –
правый надпочечник
Правая адреналовая железа получает ветви от всех указанных выше
источников. Краниальная надпочечная артерия (Ø 28,0±1,03 мкм) ответвляет
56
наибольшее количество сосудов в железу (рис.4). Средние надпочечные
артерии (Ø 23,0±1,40 мкм) в 60% случаев слабо выражены или отсутствуют.
Каудальные надпочечные артерии (ветви почечной и жировой капсулы) на
расстоянии 5 мм от органа сливаются в общий сосудистый пучок или
распределяются по поверхности каудальной и средней части адреналовой
железы.
В капсулу правого надпочечника проникают от трёх до семи ветвей
надпочечной артерии, формирующих субкапсулярную сеть, состоящую из
артериол
(Ø19,0±0,34 мкм) и прекапилляров (Ø13,0±0,28 мкм). Сосуды
первого уровня деления отходят от артериальных стволов под прямым углом
преимущественно
по
дихотомическому
типу,
а
меньшие
−
по
магистральному.
Левая надпочечная артерия, отходящая от почечной, кровоснабжает
вторичными ветвями мочеточник, жировое депо и надпочечник. Её
капсулярные артерии отдают субкапсулярные ветви, которые по диаметру и
по численности превышают таковые правой железы, имеющие чаще
магистральный тип деления.
Рис.5− Вены правой (А) и левой (Б) околопочечных областей неполовозрелой
крольчихи: 1 – печень; 2 – правая почка; 3 – левая почка; 4 – каудальная
полая вена; 5 – правый надпочечник; 6 – левый надпочечник; 7 – почечная
вена
Принцип строения венозного компонента в правосторонних и
левосторонних железах аналогичен. Отток крови от надпочечников
осуществляется по ветвям меньшего диаметра и больших порядков,
57
собирающих кровь из окружающих тканей и частично из капсулы почки
(рис.5).
Выявленная капсулярная венозная сеть в 98% случаев имела сток в
надпочечниковую вену, которая открывается в краниальную брюшную вену.
Количество венозных ветвей, выходящих из капсулы надпочечника,
варьирует от одной до трех, при этом ветви имеют значительные диаметры,
что
компенсирует
приток
по
существенно
большему
количеству
артериальных ветвей и регулирует осмотическое давление внутри органа. В
связи с особенностью топографии правого надпочечника полагаем, что отток
венозной крови здесь осуществляется преимущественно под воздействием
артериальной пульсовой волны.
Таким образом ангиоархитектоника надпочечников неполовозрелых
крольчих осуществляется артериями, в 60% случаев отходящими от
почечных, в 30−35% − от краниальной брюшной артерии и в 5−8% − от
первой или второй поясничных артерий. Принцип васкуляризации коркового
и мозгового вещества правой и левой желёз аналогичен. Надпочечные
артерии образуют капсулярную и кортикальную сети, их концевые ветви
(прекапилляры) через внутреннюю капсулу проходят в составе трабекул в
мозговую
зону
надпочечника,
где
образуют
сеть
капилляров
и
посткапиллярных венул, последние, сливаясь, образуют надпочечниковую
вену, которая открывается в краниальную брюшную вену.
Исследование
анатомо-топографических
особенностей,
синтопии,
источников васкуляризации,
хода и ветвления экстра- и интраорганных
сосудов
венозного
артериального
и
звеньев
и
гистоархитектоники
адреналовых желёз не позволяет раскрыть механизмы гистотипических
потенций органа в условиях экзогенных воздействий, что послужило
основанием к началу разработки экспериментальной модели индуцированной
стресс-реакции и её коррекции препаратом «Лигфол» на неполовозрелых
самках кроликов как биологическом объекте с целью получения сведений о
реактивных изменениях гормонсекретирующего компонента и систем
58
обеспечения надпочечников во взаимосвязи с показателями системы крови
для
обоснования
морфофункциональной
адаптационной
пластичности
органа.
3.2 Морфофизиология надпочечников неполовозрелых
крольчих
Одним из наиболее значимых органов системы эндокринной регуляции
жизненно важных процессов в организме неполовозрелых крольчих
являются надпочечники. Знание морфологии надпочечных желёз как
специфического
эндокринного
органа,
вырабатывающего
гормоны,
влияющие на адаптацию организма животного необходимо в качестве
фундаментальных основ рентабельного выращивания кроликов.
Таблица 3 – Показатели массы неполовозрелых крольчих (г)
Группа животных
Масса животного до
Масса животного после
эксперимента
эксперимента
Контроль
2475±41,22
2607±36,73*
Примечание: статистически достоверные отличия * (р≤0,05)
Масса неполовозрелых крольчих в возрасте трёх месяцев составила
2475 г, за период эксперимента, продолжительностью 14 суток она возросла
на 5,3% (табл. 3).
Таблица 4 – Показатели морфометрии надпочечников неполовозрелых
крольчих
Показатели
Контроль
Левый
Правый
Масса, мг.
129,0±1,52
135,0±1,34*
Объем, мм3.
11,0±0,12
12,0±0,15*
Длина, см.
0,73±0,03
0,81±0,01*
Ширина, см.
0,31±0,03
0,35±0,03
Высота, см.
0,30±0,01
0,39±0,03*
Примечание: статистически достоверные отличия * (р≤0,05)
В показателях морфометрии адреналовых желёз крольчих выявляли
правостороннюю асимметрию: так масса на 4,7%, объем на 9,1% длина - на
59
10,9% ширина
на 12,9% высота
на 30,0 % у правого надпочечника
достоверно больше левого (табл. 4).
Клиническое
состояние
крольчих
контрольной
группы
характеризовалось стабильностью показателей жизнедеятельности.
Гематологические и биохимические показатели крольчих контрольной
группы были в диапазоне значений нормы (табл. 5).
Таблица 5 – Основные гематологические и биохимические показатели
неполовозрелых крольчих
Показатели
Норма
Контрольная группа
Hb, г/л
100,0-150,0
109,0±1,20
12
Er, 10 /л
4,0-8,0
5,13±0,05
9
Leu, 10 л
5,0-12,5
6,68±0,03
Общий белок, г/л
54,0-83,0
58,5±0,46
Альбумин, г/л
27,0-46,0
46,2±0,12
5,0-6,0
Глюкоза, ммоль/л
5,56±0,18
АсАТ, ммоль/л
0,14-1,13
0,49±0,013
АлАТ, ммоль/л
0,48-0,80
0,54±0,021
Сывороточные концентрации исследуемых гормонов у крольчих
данной группы были относительно стабильны (табл. 6) и согласовались с
имеющимися научными данным (Norris D.O., 2010).
Таблица6
крольчих
–
Сывороточные
Гормоны
Кортизол, нмоль/л
концентрации
гормонов
неполовозрелых
Контрольная группа
17,09±0,023
ДГЭА-с, мкмоль/л
Прогестерон-0,1, нмоль/л
0,20±0,0017
2,75± 0,05
У неполовозрелых крольчих в гистоархитектонике надпочечника
выявляется тонкая капсула (43,16±0,74 мкм), в воротах железы она утолщена,
хорошо коллагенизирована, в ней визуализируются одиночные адипоциты и
клетки фибробластического дифферона (рис. 6).
60
Трабекулы, отходящие от капсулы, проникают в корковое и мозговое
вещество и формируют строму органа. В трабекулах и между тяжами
эпителиальных клеток видны сосуды гемомикроциркуляторного русла.
Непосредственно под капсулой находится тонкий слой мелких
малодифференцированных
эпителиальных
слабо
базофильных
субкапсулярных клеток. Корковые эндокриноциты клубочковой зоны
образуют аркады и клубочки округлой или полигональной формы (рис. 6,
табл. 7).
Рис. 6 – Гистоструктура клубочковой зоны надпочечника крольчихи.
Гематоксилин и эозин. Об.40 Ок.15 (А); Об.100.Ок.15 (Б). 1 – капсула; 2
– клубочковая зона; 3 – вакуоли в цитоплазме эндокриноцитов; 4 –
сосуды ГМЦР; 5 – клубочек; 6 – ядра эндокриноцитов; 7 –
субкапсулярные клетки
В составе клубочков эндокриноциты в основном кубической формы с
ядрами
округло-овальной,
реже
уплощенной
формы,
насыщенными
эухроматином и слабо базофильной цитоплазмой, которая у 40% клеток
содержит мелкие зёрна базофильных включений (рис.6).
По всему объему коркового вещества пучковая зона однородна,
состоит из эндокриноцитов кубической и низкопризматической формы,
формирующих хорошо различимые и упорядоченные тяжи, направленные
перпендикулярно к поверхности надпочечника.
61
Таблица 7 – Показатели структур коркового вещества и медулы
надпочечника крольчих (мкм)
Показатели
Ширина капсулы
Ширина коркового в-ва
Ширина мозгового в-ва
Ширина клубочковой зоны
Ширина пучковой зоны
Ширина сетчатой зоны
Х
42,5
4306,9
532,6
224,06
3273,24
809,6
Sx
0,76
384,4
8,29
9,9
67,3
10,06
σ
2,42
1215,6
26,2
31,3
213
33,2
Cs
1,78
10,39
1,55
4,4
1,56
1,24
Cv
5,7
32,8
4,9
13,9
4,9
4,1
В эпителиальных тяжах с характерной архитектоникой хорошо
выражена дифференцировка на крупные светлые и мелкие тёмные
эндокриноциты. Последние с умеренно базофильными ядрами овальной
формы и выраженной пылевидной зернистостью цитоплазмы (рис. 7, табл.
8).
Таблица 8 – Показатели диаметров ядер и эндокриноцитов коркового
вещества и медулы надпочечника крольчих в возрасте трех месяцев (мкм)
Показатели
эпителиоцита клубочковой зоны
ядра эпителиоцита клубочковой зоны
эпителиоцита пучковой зоны
ядра эпителиоцита пучковой зоны
эпителиоцита сетчатой зоны
ядра эпителиоцита сетчатой зоны
эпителиоцита мозгового в-ва
ядра эпителиоцита мозгового в-ва
Большинство
эндокриноцитов
Х
19,7
7,4
26,0
7,6
23,0
6,1
25,8
6,4
пучковой
σ
0,63
0,5
2,2
0,78
1,24
0,64
1,4
0,49
Sx
0,2
0,15
0,69
0,24
0,39
0,2
0,44
0,15
зоны
Cs
1,01
2,02
2,65
3,15
1,69
3,27
1,7
2,3
Cv
3,19
6,75
8,46
10,2
5,39
10,49
5,42
7,65
крупнее,
чем
в
клубочковой, имеют менее базофильную цитоплазму.
Между
упорядочеными
соединительнотканных
эпителиальными
прослойках
тяжами
видны
в
сосуды
гемомикроциркуляторного русла. По мере продвижения к центру
надпочечников
эпителиальные
тяжи
постепенно
утрачивают
свою
характерную архитектонику и формируют рыхлую сеть.
62
Рис 7 – Гистоструктура пучковой зоны надпочечника крольчихи.
Гематоксилин и эозин. Об.40 Ок.15 (А); Об.100.Ок.15 (Б). 1 –
параллельные тяжи эндокриноцитов; 2 – ядра эндокриноцитов; 3 – вакуоли
в цитоплазме эндокриноцитов; 4 – сосуды ГМЦР
Сетчатая зона соединительнотканной перегородкой прерывисто
обособлена
от
мозгового
вещества.
Соединительная
ткань
слабо
коллагенизирована, в ней преобладают эластические и аргирофильные
волокна.
Рис. 8 Гистоструктура сетчатой зоны надпочечника крольчихи.
Гематоксилин и эозин. Об.40 Ок.15 (А); Об.100.Ок.15 (Б). 1 –
переплетающиеся тяжи эндокриноцитов; 2 –ядра эндокриноцитов; 3 –
вакуоли в цитоплазме эндокриноцитов; 4 – сосуды ГМЦР
Хаотически расположенные эпителиальные тяжи в составе сетчатой
зоны включают более мелкие, чем в пучковой зоне, эндокриноциты
неправильной формы с относительно крупными ядрами и темной
цитоплазмой, насыщенной мелкими слабобазофильными гранулами и
63
редко - вакуолями (рис. 8, табл. 8). Местами встречаются крупные светлые
эндокриноциты. В соединительнотканных прослойках сосуды обменного
звена расширены.
В составе мозгового вещества хорошо выражены тяжи мозговых
эндокриноцитов. В их составе преобладают крупные округлой формы клетки
со светлой цитоплазмой и слабо базофильным округлым ядром, особенно
вблизи синусоидных капилляров (рис. 9).
По периферии мозгового вещества визуализируются группы мелких
тёмных адреналоцитов с умеренно базофильными ядрами и неравномерно
окрашенной цитоплазмой с присутствием секреторных гранул. В некоторых
из них видны два ядра, как признак эндомитозов (рис. 9,табл. 8). В
соединительнотканных прослойках хорошо развита мелкопетлистая сеть
синусоидных гемокапилляров.
Рис 9 – Гистоструктура мозгового вещества надпочечника крольчихи.
Гематоксилин и эозин. Об.40 Ок.15 (А); Об. 100. Ок.15 (Б, В). 1 – мозговые
эндокриноциты; 2 – ядра эндокриноцитов; 3 – микрососуды
Субмикроскопия эндокриноцитов клубочковой зоны надпочечника
трёхмесячных крольчих характеризуется вариабельностью, клетки находятся
на разных этапах секреторного цикла.
64
В цитоплазме отдельных клеток более развит гранулярный ЭПР со
слабо
выраженной
эктазией
его
цистерн
и
большим
числом
электронноплотных гранул включений.
Рис 10 – Электронограмма ультратонкого среза надпочечника крольчихи.
Клубочковая зона коры. Ув. х 6000 (А,Б): 1 – цитоплазма тёмного
эндокриноцита; 2 – цитоплазма светлого эндокриноцита; 3 – полость
посткапилляра с клетками крови; 4 – ядро светлого эндокриноцита; 5 –
вакуоли в цитоплазме эндокриноцитов
В других эндокриноцитах большую часть цитоплазмы занимает
агранулярный ЭПР, часто встречаются участки эктазии его цистерн с низко
электронноплотным содержимым.
Таблица 9 – Показатели диаметра микрососудов коркового вещества и
медулы надпочечника крольчих (мкм)
Показатели
Х
15,2
прекапилляра клубочковой зоны
4,88
капилляра клубочковой зоны
10,3
посткапилляра клубочковой зоны
19,32
прекапилляра пучковой зоны
3,6
капилляра пучковой зоны
8,4
посткапилляра пучковой зоны
14,9
прекапилляра сетчатой зоны
4,3
капилляра сетчатой зоны
12,8
посткапилляра сетчатой зоны
18,7
прекапилляра мозгового вещества
5,6
капилляра мозгового вещества
посткапилляра мозгового вещества 9,3
Sx
0,32
0,18
0,34
0,36
0,26
0,2
0,25
0,14
0,22
0,32
0,13
0,17
σ
1,03
0,6
1,08
1,15
0,85
0,63
0,8
0,44
0,71
1,01
0,4
0,54
Cs
2,1
3,6
3,3
1,86
7,22
2,3
1,6
3,2
1,71
1,71
2,3
1,82
Cv
6,77
12,2
10,4
5,95
23,6
7,5
5,36
10,23
5,54
5,4
7,14
5,83
65
Гистогематический
барьер
характеризовался
высокой
степенью
проницаемости стенки синусоидных и фенестрированных гемокапилляров
(рис. 10).
В светлых эндокриноцитах пучковой зоны структура ядер, наличие в
них нескольких ядрышек ретикулярной формации, а также морфология
белоксинтезирующего аппарата свидетельствовали в пользу их высокой
секреторной активности.
Митохондрии в цитоплазме светлых и тёмных эндокриноцитов
пучковой зоны округлой формы, вариабельных размеров, структуры крист
чётко выражены (рис. 10 А, Б).
Рис 11 – Электронограмма ультратонкого среза надпочечника крольчихи.
Пучковая зона коры. Ув. х 6000 (А, Б): 1- цитоплазма темного
эндокриноцита; 2 – цитоплазма светлого эндокриноцита; 3 – ретикулярная
формация ядрышек; 4 – ядро светлого эндокриноцита; 5 – агранулярный
ЭПР; 6 – митохондрии
66
В эндокриноцитах сетчатой зоны ядра насыщенны диффузным и, в
меньшей степени, фибриллярным хроматином, двухслойная мембрана
кариолеммы и ядерные поры хорошо визуализировались.
На
значительной
агранулярного
ЭПР
площади
и
вакуоли
цитоплазмы
с
выделялись
электронноплотным
структуры
содержимым
вариабельных размеров (рис. 11).
Рис 12 – Электронограмма ультратонкого среза надпочечника крольчихи в
возрасте трех месяцев. Сетчатая зона коры. Ув. х 8000 (А,Б): 1- цитоплазма
тёмного эндокриноцита; 2 – цитоплазма светлого эндокриноцита; 3 – ядро
светлого эндокриноцита; 4 – вакуоли с электронноплотным содержимым; 5 –
крупная вакуоль
В цитоплазме эндокриноцитов сетчатой зоны визуализируются
микротрубки и диктиосомы аппарата Гольджи, множественные эктазии
агранулярного ЭПР (рис. 12).
В мозговом веществе в составе тяжей хромаффинных клеток
визуализируются
светлые
эндокриноциты,
соединённые
плотным,
щелевидным, простым и десмосомным межклеточными контактами. В
ядрах
клеток
определялось
преобладание
фракций
эухроматина,
в
цитоплазме - митохондрии крупные, округлой формы, структуры крист
четко выражены. Из цитоплазмы эндокриноцита через гистогематический
барьер в полость синусоидных гемокапилляров мигрируют мелкие
везикулы с содержимым, что свидетельствует о высокой степени его
проницаемости (рис.13, А, Б).
67
В цитоплазме эндокриноцитов мозговых тяжей значительная площадь
заполнена структурами агранулярного ЭПР, с участками эктазий, а также
крупными
вакуолями
содержимым.
В
со
слабо-
цитоплазме
и
тёмных
умеренно
электронноплотным
эндокриноцитов
вблизи
ядра
визуализируются диктиосомы, микротрубки и вакуоли аппарата Гольджи
(рис. 13 В).
Рис 13 – Электронограмма ультратонкого среза надпочечника крольчихи.
Мозговое вещество. Ув. х 8000 (А, Б, В). 1 – контакты светлых
хромаффинных клеток; 2 – цитоплазма темного хромафинноцита; 3 – эктазии
агранулярного ЭПР; 4 – полость синусоидного гемокапилляра; 5 – миграция
везикул в полость капилляра; 6 – диктиосомы
Системный анализ цифрового массива данных, полученных от
крольчих
контрольной
группы,
позволил
выявить
структурно-
функциональные потенции гормон секретирующих комплексов адреналовой
железы животных в норме. Так, ширина пучковой зоны и в целом коркового
68
вещества
высоко
положительно
коррелирует
с
шириной
тяжей
хромаффинных клеток мозгового вещества (r = 0,99) (Прил.табл.1).
Достоверно
положительную
взаимосвязь
проявляют
диаметры
прекапилляра и посткапилляра мозгового вещества (r=0,97), а также
диаметры капилляра и ядра эпителиоцита пучковой зоны (r=0,93). Ширина
сетчатой зоны существенно положительно коррелирует с шириной мозгового
вещества (r=0,85) и диаметром ядра эпителиоцита пучковой зоны (r=0,89), а
ширина клубочковой зоны с шириной капсулы (r=0,84). При этом высоко
достоверную отрицательную взаимосвязь проявляют: толщина клубочковой
зоны с толщиной мозгового вещества (r=-0,96), с диаметром эпителиоцита
мозгового вещества (r=-0,94), а диаметр прекапилляра клубочковой зоны с
диаметром ядра эпителиоцита мозгового вещества (r =-0,9) (Прил.табл.1).
Сетчатая зона во многом определяет цитофизиологию клубочковой и
частично пучковой зон. Динамика пучковой зоны и изменения в целом
коркового вещества влияют на гистофизиологию мозгового вещества
надпочечника.
В надпочечнике в интроорганном русле выявляется несколько
функциональных звеньев микроциркуляции, обусловливающие чередование
фаз секреторных циклов эндокриноцитов разных зон коркового вещества, а
так же инициацию секреторного цикла и его блокирования.
Интенсивный
прекапилляры
приток
сетчатой
крови
зоны
к
артериям
(r=0,97)
капсулы
определяет
и
далее
в
кровенаполнение
капилляров (r=0,94) пучковой зоны и увеличение ее толщины (r=0,97), а
также изменение диаметра посткапилляров (r=0,75) клубочковой зоны.
Приток артериальной крови с веществами – предшественниками,
релизинг факторами и гормонами аденогипофиза в микроциркуляторное
русло этих зон инициирует «включение» ядерного белкового синтеза в
эпителиоцитах клубочковой зоны (r=0,99), активизирует цитоплазматический
синтез хромаффинных гранул в гландулоцитах мозгового вещества (r=0,82),
при этом ядерный белковый синтез в них «блокируется». В это время через
69
прекапилляры пучковой зоны приток артериальной крови сдерживается (r=0,94) (Прил.табл.1).
В процессе активизации притока крови через прекапилляры пучковой
зоны в капилляры клубочковой, посткапилляры сетчатой и в синусоиды
мозгового вещества инициируется ядерный белковый синтез в гландулоцитах
сетчатой зоны (r=0,83), а в эпителиоцитах пучковой (r=0,99) и клубочковой
зон (r=0,97) активизируется цитоплазматический синтез и начинается
экструзия
глюко-
сдерживаются
и
минералокортикоидов.
обменные
процессы
в
Одновременно
синусоидных
с
этим
капиллярах
и
посткапиллярных венулах мозгового вещества (r=-0,99), а также процесс
высвобождения андрогенов (r=-0,96) в гемомикрососуды сетчатой зоны
(Прил.табл.1).
Интенсивный
приток
крови
к
артериям
капсулы
и
далее
в
прекапилляры мозгового вещества (r=0,96) и в посткапиллярные синусоиды
(r=0,89) инициирует экструзию андрогенов гландулоцитами сетчатой зоны
коркового вещества (r=0,96).
При одновременной активизации притока крови в прекапилляры, а
затем в посткапилляры мозгового вещества (r=0,97) и в прекапилляры
(r=0,75)→посткапилляры
сетчатой
зоны
(r=0,85),
закономерно
регистрируется утолщение мозговой (r=0,85) и сетчатой зон. При этом
ширина пучковой зоны уменьшается (r=-0,78), а ширина ее эпителиальных
тяжей увеличивается (r=0,77). В то же время из клубочковой и пучковой зон
происходит интенсивный вынос венозной крови с синтезированными
продуктами: минерало- и глюкокортикоидами и, как следствие, запустевают
посткапилляры в клубочковой зоне (r=0,75), уменьшается её толщина
(r=0,83)
и
прекращается
экструзия
минералокортикоидов
(r=-0,76)
(Прил.табл.1).
Таким образом, морфологические особенности надпочечника крольчих
в норме и уровень взаимосвязи клеточно-тканевых структур его коркового
вещества и медулы определяют выявленный специфический механизм его
70
функционирования, алгоритм которого заключается в следующем: ритмично
и поочерёдно активизируется артериальный приток в клубочковую и
пучковую зоны, а затем (с помощью прекапиллярных жомов) в сетчатую и
мозговое вещество. Поскольку по артериям и артериолам капсулы
надпочечника осуществляется одновременный приток крови в прекапилляры
клубочковой и пучковой зон, как следствие регистрируется утолщение
капсулы и клубочковой зоны. Толщина пучковой зоны также увеличивается,
а ширина ее эпителиальных тяжей уменьшается. Приток артериальной крови
(с веществами – предшественниками и релизинг факторами) инициирует
«включение» ядерного белкового синтеза в эндокриноцитах клубочковой и
пучковой зон.
Одновременно эндокриноцитами сетчатой зоны и мозгового вещества
осуществляется активная экструзия андрогенов и катехоламинов, при этом
регистрируется интенсивное отведение венозной крови из этих зон и их
толщина уменьшается. Вследствие отсутствия активного артериального
притока
посткапилляры
этих
зон
запустевают,
что
способствует
сдерживанию экструзии андрогенов и катехоламинов.
На следующем этапе по артериям и артериолам капсулы и трабекул
осуществляется одновременный приток крови в прекапилляры сетчатой зоны
и
мозгового вещества, и ширина сетчатой зоны увеличивается. Приток
артериальной крови (с веществами – предшественниками и релизинг
факторами) инициируют «включение» ядерного белкового синтеза в
эндокриноцитах сетчатой зоны и мозгового вещества. При этом в
эндокриноцитах клубочковой и пучковой зон осуществляется экструзия
минерало- и глюкокортикоидов, активизируется отведение венозной крови, и
как следствие – ширина этих зон уменьшается. Снижение артериального
притока
способствует
запустеванию
посткапилляров
этих
зон,
что
сдерживает экструзию минерало- и глюкокортикоидов.
71
3.3 Морфофизиология адреналовых желёз крольчих в условиях
индуцированной стресс-реакции
В клиническом состоянии крольчих на 14 сутки стресс-реакции
отмечали
угнетение,
апатию,
понижение
аппетита,
взъерошенность
шерстного покрова, повышение температуры тела на 0,3–0,5°C.
Таблица 10 – Показатели массы крольчих контрольной и первой опытной
групп (г)
Группа животных
Масса животного до
Масса животного после
эксперимента
эксперимента
Контроль
2475±41,22
2607±36,73*
Стресс
2572±36,83
2511±30,43
Примечание: статистически достоверные отличия * (р≤0,05)
Масса крольчих, находившихся под воздействием стресс-факторов, за
14 дней эксперимента уменьшилась на 2,4%, тогда как у самок контрольной
группы за этот период она увеличилась на 5,3% (табл. 10).
Массы левого и правого надпочечников у крольчих за период
эксперимента увеличились на 7,1% и 4,4%, а объемы - возросли на 18,2% и
16,7%, соответственно.
Таблица 11 – Показатели морфометрии надпочечной железы крольчих
контрольной и первой опытной групп
Показатели
Масса, мг.
Объем, мм3.
Длина, см.
Ширина, см.
Высота, см.
Контроль
Левый
Правый
129,0±1,52
135,0±1,34*
11,0±0,12
12,0±0,15*
0,73±0,03
0,81±0,01*
Стресс
Левый
Правый
138,1±0,96
141,0±0,99
13,0±0,21
14,0±0,15*
0,81±0,06*
0,85±0,04*
0,31±0,03
0,30±0,01
0,40±0,02*
0,35±0,05*
0,35±0,03
0,39±0,03*
0,43±0,06*
0,41±0,02*
Примечание: статистически достоверные отличия *(р≤0.05)
Существенно в стрессе изменяются и линейные показатели органа, так
длина левого и правого надпочечников возрастает на 11,1% и 4,9%, ширина на 29% и 22,9%, а высота - на 16,7% и 5,13%, соответственно (табл. 11).
72
Уровень кортизола в сыворотке крови крольчих опытной группы
существенно превышал контрольные показатели в 5,5раза (р≤0,05), что
являлось главным клиническим индикатором стресс-реакции, полученной в
результате эксперимента. При этом достоверно снижались концентрации
ДГЭА-с – в 1,8 раза(р≤0,05), прогестерона – в 1,45 раза, относительно
контрольных значений, что также характеризовало состояние гормонального
фона самки при развитии стресс-реакции (табл.12).
Таблица 12 – Сывороточные концентрации гормонов в сыворотке крови
крольчих на 14 сутки стресс-реакции
Гормоны
Контрольная группа
Стресс
Кортизол, нмоль/л
17,09±0,023
93,53±0,46*
ДГЭА-с, мкмоль/л
0,20±0,0017
0,11 ±0,021*
Прогестерон-0,1, нмоль/л
2,75± 0,015
1,90±0,032*
Примечание: статистически достоверные отличия *(р≤0.05)
Анализ гематологических характеристик крольчих на 14 сутки
развития стресс-реакции показал, что у животных количество эритроцитов и
общих
лейкоцитов в
крови
уменьшалось
на
23,9%
и
на 23,4%,
соответственно, а уровень гемоглобина в крови понижался на 21,74%, по
сравнению с контрольной группой (табл. 13).
Таблица 13 – Основные гематологические и биохимические показатели
крольчих на 14 сутки стресс-реакции
Показатели
Контроль
109,0±1,20
5,13±0,05
6,68±0,03
58,5±0,46
45,92±0,38
5,56±0,176
0,69±0,013
0,54±0,021
Стресс
85,3±2,45*
3,9±0,13*
4,76±0,02*
46,7±1,24*
49,2±0,12*
7,48±0,07*
0,71±0,018*
0,69±0,023*
Hb, г/л
Er, 1012/л
Leu, 109л
Общий белок, г/л
Альбумин, г/л
Глюкоза, ммоль/л
АсАТ, ммоль/л
АлАТ, ммоль/л
Коэффициент
1,27 ±0,024
1,03 ±0,03*
Де Ритиса
Примечание: статистически достоверные отличия *(р≤0,05).
73
Анализ биохимических характеристик сыворотке крови крольчих
показал, что концентрация общего белка понижалась на 20,2%, в том числе
содержание белков альбуминовой фракции увеличивалось на 7,1%, в
отношении контрольных значений. Содержание глюкозы в сыворотке крови
возрастало на 34,5% (табл. 13).
Концентрация внутриклеточного фермента АсАТ повышалась на 3,0%
(р≤0,05), тогда как
АлАТ
увеличивалась – на 27,8% по сравнению с
контролем, что привело к уменьшению коэффициента Де Ритиса в 1,2 раза
относительно контрольных значений, что свидетельствовало о повреждении
клеток печени.
На 14 сутки воздействия стресс-факторов ширина капсулы достоверно
уменьшается в 1,15 раза, ширина коркового вещества - уменьшается в 1,58
раза, а мозгового – увеличивается в 3,03 раза (р≤0,05), относительно
контроля (табл. 14).
Соединительнотканная капсула снаружи покрыта мезотелием, местами
утолщена за счет расширенных микрососудов, трабекулы с признаками
разволокнения и периваскулярного отёка.
Рис. 14 – Гистоструктура надпочечника крольчихи на 14 сутки стресса.
Капсула, клубочковая и пучковая зоны. Гематоксилин и эозин. Об.10. Ок.15
(А); Об.100.Ок.15 (Б, В): 1 – капсула; 2 – клубочковая зона; 3 – деградация
клубочков; 4–сосуды ГМЦР; 5–кариолизис ядер эндокриноцитов; 6 –
периваскулярные отёки
74
Под
капсулой
визуализируются
слои
гиперплазированных
субкапсулярных клеток с выражено базофильными ядрами, насыщенными
гетерохроматином, местами выявляются двухядерные эндокриноциты с
увеличением численности органелл и гипертрофией цитоплазмы (рис.14
А,Б).
Ширина
клубочковой
зоны
коркового
вещества
достоверно
увеличилась (в сравнении с контролем) в 1,24 раза (р≤0,05), большинство
клубочков имеют форму кольцевидно закрученных эпителиальных тяжей
(табл.14). Две трети площади зоны имеют морфологические признаки
деструкции клубочков с фрагментами деградирующих клеток. Цитоплазма
большинства эндокриноцитов вакуолизирована, что является одним из
морфологических
проявлений
аппоптоза,
гранулы
внутриклеточного
гликогена не выявляются.
Крупные эндокриноциты клубочков со слабо базофильными ядрами,
оксифильной цитоплазмой с мелкодисперсной зернистостью, напротив,
мелкие эндокриноциты с базофильной цитоплазмой и ядрами насыщенными
эухроматином. Деградация эндокриноцитов сопровождается кариорексисом,
аутолизом органелл и фрагментацией мембран (рис.14А). По периферии этих
участков отмечены двухядерные эндокриноциты.
Таблица 14 – Показатели структур коркового вещества и медулы
надпочечника крольчих на 14 сутки стресс-реакции (мкм)
Показатели
Х
Sx
σ
Cs
Ширина капсулы
36,9
0,65
2,39
1,76
Ширина коркового в-ва
2720,7
412,5 1112,6 15,16
Ширина мозгового в-ва
1343,25
20,4
37,2
1,518
Ширина клубочковой зоны
277,2
12,9
35,5
4,65
Ширина пучковой зоны
1901,7
55,7
184,7
2,92
Ширина сетчатой зоны
541,8
11,21
35,6
2,06
Длительное стрессирующее воздействие инициирует
кортикоцитов
с
последующей
их
безнекротической
Cv
6,47
40,89
2,76
12,80
9,71
6,57
апоптоз
элиминацией
мононуклеарными клетками, способствуя образованию обширных полостей.
В соединительнотканной строме этой зоны выражено существенное
75
расширение микрососудов инициирует образование периваскулярных отёков
(табл.16, рис. 14 В).
Таблица 15 – Показатели эндокриноцитов коркового вещества и медулы
надпочечника крольчих на 14 сутки стресс-реакции (мкм)
Показатели
эпителиоцита клубочковой зоны
ядра эпителиоцита клубочковой зоны
эпителиоцита пучковой зоны
ядра эпителиоцита пучковой зоны
эпителиоцита сетчатой зоны
ядра эпителиоцита сетчатой зоны
эпителиоцита мозгового в-ва
ядра эпителиоцита мозгового в-ва
Х
21,0
10,6
23,6
10,4
26,8
10,6
29,1
10,0
Sx
0,31
0,23
0,52
0,46
0,40
0,53
0,64
0,49
σ
0,47
0,53
2,32
0,65
1,19
0,77
1,52
0,47
Cs
1,47
2,16
2,20
4,42
1,49
5,02
2,19
4,9
Cv
2,23
5,0
9,83
6,25
4,44
7,26
5,22
4,7
Диаметр эпителиоцитов достоверно увеличился в 1,07 раза (p≤0,05), в
то время как диаметр его ядра превысил контрольные значения в 1,43
(р≤0,05) раза (табл.15).
Ширина пучковой зоны существенно уменьшена (в сравнении с
контролем) в 1,72 раза (р≤0,05), нарушена архитектоника утолщенных
эпителиальных тяжей, границы между ними сглажены. Разветвляющиеся
соединительнотканные трабекулы утолщены, микрососуды в них расширены.
Закономерностью
структурной
реорганизации
пучковой
зоны
коры
надпочечников у крольчих является увеличение объемного отношения их
капилляров к
площади кортикоцитов, что вносит основной вклад в
увеличение стромально-паренхиматозного отношения.
Диаметр эндокриноцитов эпителиальных пучков уменьшается в 1,1
раза, а их ядер – увеличивается в 1,37 раза (р≤0,05) (табл.15). Светлые
эндокриноциты преобладают над темными, в них заметна вакуолизация
цитоплазмы и появление признаков деградации, проявляющихся лизисом или
кариорексисом ядра, аутолизом органелл. Для участков эпителиальных тяжей
с
преобладанием
вакуолизированных
кортикоцитов,
окружённых
мелкопетлистой сетью гемокапилляров с морфологическими признаками
76
нарушений гемодинамики (эритроцитарные стазы, периваскулярные отёки),
характерна однотипность строения (рис.15А, Б). По ходу артериол и венул
также выражены явления гемостаза и периваскулярные отеки.
Рис 15 – Гистоструктура надпочечника крольчихи на 14 сутки стресса.
Пучковая и сетчатая зоны. Гематоксилин и эозин. Об.100. Ок.15 (А,Б): А –
пучковая зона на границе с сетчатой; Б – сетчатая зона; 1 – пучковая зона; 2 –
сетчатая зона; 3 – вакуолизация эндокриноцитов пучковой зоны; 4 –
вакуолизация эндокриноцитов сетчатой зоны; 5 – эндотелий сосудов ГМЦР;
6 – кариолизис
В
эндокриноцитах
этой
зоны
максимально
выражены
ультраструктурные проявления стрессирующих воздействий: фрагментация
мембранных комплексов органелл, деструкция митохондрий, насыщение
кариоплазмы ядра гетерохроматином (рис. 15 А).
В эпителиальных тяжах выявляются: эндокриноциты, имеющие
хорошо очерченную плазмолемму, умеренно базофильное ядро, насыщенное
эухроматином, светлую цитоплазму с мелкодисперсной
зернистостью, а
также клетки с более базофильной цитоплазмой и выражено базофильным
ядром (рис. 15 Б). В отдельных участках тяжей этой зоны встречаются
крупные
(гигантские)
клетки
с
мелкими
базофильными
ядрами
и
базофильной цитоплазмой.
В участках деградации клеток дифференциация на светлые и темные
эндокриноциты
не
выражена,
последние
приобретают
однотипность
строения, формируя участок детрита, по периферии которого, редко
встречаются двухядерные клетки.
77
Таблица 16 – Показатели диаметра микрососудов коркового вещества и
медулы надпочечника крольчих на 14 сутки стресс-реакции (мкм)
Показатели
Х
15,2
прекапилляра клубочковой зоны
9,4
капилляра клубочковой зоны
16,0
посткапилляра клубочковой зоны
14,92
прекапилляра пучковой зоны
9.7
капилляра пучковой зоны
16,8
посткапилляра пучковой зоны
12,35
прекапилляра сетчатой зоны
11,2
капилляра сетчатой зоны
17,8
посткапилляра сетчатой зоны
16,68
прекапилляра мозгового вещества
14,0
капилляра мозгового вещества
посткапилляра мозгового вещества 20,2
Sx
0,29
0,27
1,05
0,31
0,54
0,63
0,26
0,30
0,51
0,24
0,76
0,59
σ
1,01
1,23
1,30
1,11
0,93
1,05
0,74
0,57
0,83
9,56
0,73
0,63
Cs
1,90
2,87
6,56
2,07
5,56
3,75
2,10
2,67
2,86
1,43
5,42
2,92
Cv
6,64
13,08
8,12
7,43
9,58
6,25
5,99
5,08
4,66
57,31
5,21
3,11
Деградирующие эндокриноциты подвергаются элиминации клетками
макрофагического ряда, в результате чего возникают обширные полости.
Сетчатая зона достоверно уменьшена (в сравнении с контролем) в 1,49
раза (р≤0,05), располагается участками, сферической или полигональной
формы, окруженными мощными соединительнотканными трабекулами.
(табл. 16; рис. 16 Б). На границе сетчатой и мозговой зон особенно заметно
разрастание соединительной ткани и расширение микрососудов.
В сетчатой зоне нарастает гетерогенность адренокортикоцитов.
Диаметр эпителиоцита существенно увеличивается (в сравнении с
контролем) в 1,17 раза, а его ядра – в 1,74 раза (р≤0,05) (табл. 16).
Эпителиальные тяжи разнонаправлены, около одной трети их составляют
тёмные, крупные, с умеренно базофильным
ядром, слабо базофильной
цитоплазмой, другие – мелкие с выражено базофильным ядром и
базофильной цитоплазмой.
Среди них встречаются крупные светлые клетки с выраженной
вакуолизацией и делипидизацией цитоплазмы, слабо базофильным ядром
(рис. 16 А,Б).
78
.
Рис 16 – Гистоструктура надпочечника крольчихи на 14 сутки стресса.
Гематоксилин и эозин. Об.100. Ок.15 (А,Б): А – сетчатая зона; Б – мозговое
вещество; 1 – вакуолизация эндокриноцитов сетчатой зоны; 2–эндотелий
сосудов ГМЦР; 3 – периваскулярные отёки; 4 – прослойка соединительной
ткани с гемомикрососудами; 5 – посткапиллярные венулы
Одни эндокриноциты подвергаются деградации, в других - выражена
гипертрофия
цитоплазмы
и
её
органелл.
Микрососуды
этой
зоны
существенно расширены, с признаками гемостазов. Участки с более
выраженными периваскулярными отёками и мелкоклеточной инфильтрацией
сдавливают тяжи эпителиальных клеток. Соединительнотканная пластинка
между корковым и мозговым веществом утолщена за счёт разрастания
пучков коллагеновых волокон, кровеносные сосуды расширены (рис. 16 А).
Морфологически мозговое вещество надпочечника обособлено от
коркового,
его
ширина
(в
сравнении
с
контролем)
существенно
увеличивается – в 3,03 раза (р≤0,05), что связано с выраженным
расширением синусоидальных микрососудов, утолщением стенок артерий,
вен и периваскулярным отёком (табл. 16). В этой зоне отмечаются признаки
деструктивных изменений эпителиального компонента. Вместе с тем диаметр
эпителиоцита достоверно увеличивается (в сравнении с контролем) в 1,13
раза, а его ядра – в 1,6 раза (р≤0,05) (табл. 16).
От капсулы надпочечника соединительнотканные трабекулы доходят
до мозгового вещества. В некоторых из них отмечаются признаки
ангиогенеза с прорастанием кровеносных сосудов и, развивающихся вокруг
79
них тяжей хромаффинных клеток, в зону коркового вещества. Последние
окружают участки сетчатой зоны и поднимаются до пучковой. Местами
заметно проникновение в мозговое вещество эпителиальных тяжей сетчатой
зоны.
В мозговой зоне хромаффинные клетки двух типов: численно
преобладающие – крупные, светлые имеющие большой объем слабо
базофильной цитоплазмы и
ядро насыщенное эухроматином, и мелкие
адреналоциты располагающиеся небольшими группами по периферии
мозгового вещества характеризуются: выраженной базофилией ядра, малым
объемом базофильной цитоплазмы и немногочисленными органеллами (рис.
16 А, Б).
Между эпителиальными тяжами в тонких прослойках соединительной
ткани видны капилляры и посткапиллярные венулы синусоидного типа с
явлениями гемостаза. Местами по ходу микрососудов просматриваются
периваскулярные отёки с мелкоклеточной инфильтрацией. Деградация
хромаффинных эндокриноцитов выразилась: аутолизом органелл, лизисом
ядра и фрагментацией плазмолеммы. В таких участках мозгового вещества
выявлялся
бесформенный
детрит,
по
краю
которого
сохраняются
малочисленные группы клеток.
Рис 17 – Электронограмма ультратонкого среза надпочечника крольчихи на
14 сутки стресса. Клубочковая зона. Ув. х 6000 (А) и ув. х 8000 (Б): 1 –
разрастание фиброзной ткани трабекул; 2 – ядро фиброцита; 3 –
вакуолизация цитоплазмы эндокриноцитов
80
Часть эндокриноцитов хромаффинных тяжей имеет морфологические
признаки «истощения»: небольшие объемы цитоплазмы с фрагментами
разрушенных органелл и слабо базофильные ядра (рис.16А, Б). Вакуолизация
цитоплазмы отдельных из них является морфологическим проявлением
развивающегося аппоптоза.
Субмикроскопически деградация эндокриноцитов клубочковой зоны
сопровождается кариорексисом, аутолизом органелл и фрагментацией
мембран.
Длительное
стрессирующее
воздействие
инициирует
в
кортикоцитах: выраженную вакуолизацию цитоплазмы, завершающуюся
аппоптозом
с
мононуклеарными
последующей
клетками
их
безнекротической
(рис.17А,Б)
и
элиминацией
образованием
обширных
полостей. Существенное расширение фенестр эндотелиоцитов микрососудов
инициирует образование периваскулярных отёков.
1
4
2
3
4
А
Б
Рис 18 – Электронограмма ультратонкого среза надпочечника крольчихи на
14 сутки стресса. Клубочковая зона. Ув. х 6000 (А,Б): 1 – аппоптоз; 2 –
безнекротическая элиминация кортикоцитов; 3 – вакуолизация цитоплазмы
эндокриноцитов; 4 – ядро эндокриноцита.
В эндокриноцитах пучковой зоны в большей степени, чем в других
зонах коры, выражены ультраструктурные проявления стрессирующих
воздействий: фрагментация мембранных комплексов органелл, уменьшение
количества
липидных
капель,
насыщение
кариоплазмы
ядра
гетерохроматином (рис. 18 А, Б).
81
Рис 19 – Электронограмма ультратонкого среза надпочечника крольчихи на
14 сутки стресса. Пучковая зона. Ув. х 6000 (А) и ув. х 8000 (Б): 1 –
«истощение» цитоплазмы эндокриноцитов, деструкция митохондрий; 2 –
единичные липидные капли в цитоплазме; 3 – полнокровие микрососудов
Светлые эндокриноциты преобладают над темными, в них заметна
вакуолизация
цитоплазмы
и
появление
признаков
деградации,
проявляющихся лизисом или кариорексисом ядра, аутолизом органелл. Эти
клетки в составе тяжей пучковой зоны окружены мелкопетлистой сетью
расширенных
гемокапилляров
с
признаками
полнокровия
и
других
нарушений гемодинамики: сладжем эритроцитов и гемостазами (рис. 19 А,Б).
Рис 20 – Электронограмма ультратонкого среза надпочечника крольчихи на
14 сутки стресса. Пучковая зона. Ув. х 8000 (А) и ув. х 6000 (Б): 1 – участки
«истощения» цитоплазмы; 2 – деструкция митохондрий; 3 – ядро тёмного
эндокриноцита; 4 – цитоплазма светлого эндокриноцита; 5 – эндокриноциты
с проявлениями аппоптоза
82
Структурная реорганизация эндокриноцитов пучковой зоны, как
проявление их адаптационной пластичности, выражается: мембраноподобной
трансформацией ядрышек, деструкцией митохондрий и других органелл,
гетерохронностью стероидогенеза в разных эндокриноцитах (Рис. 20 А,Б).
В сетчатой зоне коркового вещества нарастает гетерогенность
кортикоцитов, выявляются их гипертрофированные формы со слабо
выраженным
синтетическим
трансформацией
аппаратом,
делипидизацией
цитоплазмы,
ядрышек и деструкцией органелл (рис.21А,Б), что
характеризует регенераторно-пластическую недостаточность эпителиоцитов
при индуцированной стресс-реакции.
Рис 21 – Электронограмма ультратонкого среза надпочечника крольчихи на 14
сутки стресса. Сетчатая зона. Ув. х 8000 (А) и ув. х 6000 (Б): 1 – ядро светлого
эндокриноцита; 2 – трансформация ядрышка тёмного эндокриноцита; 3 –
деструкция органелл; 4 – гипертрофированный светлый эндокриноцит; 5 –
эндотелиоцит; 6 – эритроцит; 7 – переваскулярный отёк
В составе мозгового вещества преобладают светлые адреналоциты с
ядрами, насыщенными эухроматином. В их цитоплазме выявляются большое
число крупных митохондрий, хорошо развитый ЭПР и секреторные вакуоли
с электронноплотным содержимым. Мелкие адреналоциты имеют более
тёмное ядро и малый объём цитоплазмы с немногочисленными органеллам.
В строме мозгового вещества прекапилляры и синусоидные капилляры
имеют утолщенные стенки, заметны отёки в периваскулярной области и
гемостазы (рис. 22).
83
Рис. 22 – Электронограмма ультратонкого среза надпочечника
крольчихи на 14 сутки стресса. Мозговое вещество. Ув. х 6000 (А, Б): 1
– прекапилляр; 2 – синусоидный капилляр с лимфоцитом; 3 –
цитоплазма светлого адреналоцита; 4 – ядро тёмного адреналоцита; 5 –
цитоплазма миоцита стенки прекапилляра
Системным анализом с использованием коэффициентов парной
корреляции выявлена высокая положительная и существенная взаимосвязь
для диаметров прекапилляров (r=0,97)→капилляров (r=0,93) мозгового
вещества и посткапилляров сетчатой зоны (r=0,92) характеризует активный
артериальный приток в них, вследствие чего увеличивается ширина пучковой
(r=0,97), сетчатой зон (r=0,81) и, в целом, коркового вещества (r=0,92) (Прил.
табл.2). При этом для диаметров прекапилляров сетчатой зоны специфична
обратная взаимосвязь (r=-0,97), равно как и для посткапилляров клубочковой
зоны (r=-0,77), что связано с отсутствием активного кровотока в них.
Одновременно с этим аналогичные корреляты проявляются для
диаметров ядра эпителиоцитов клубочковой (r=-0,87) и пучковой зон (r=0,87), что характеризует «выключение» в них ядерно-белковых синтезов,
84
тогда как
отрицательная взаимосвязь для диаметров эндокриноцитов
пучковой зоны (r=-0,87) отражает процесс экструзии глюкокортикоидов.
При активном притоке крови в сосуды капсулы надпочечника (r=0,92)
→ в прекапилляры клубочковой зоны (r=0,95) → в капилляры (r=0,95) →
посткапилляры пучковой зоны (r=0,77) инициируется увеличение диаметра
эпителиоцитов клубочковой зоны (r=1,00), что отражает активный синтез
минералокортикоидов в них, увеличивается и толщина клубочковой зоны
(r=1,00) (Прил. табл.2).
При слабом кровотоке в прекапиллярах пучковой зоны (r=-0,97) и
капиллярах сетчатой зоны (r=-0,95), но умеренном - в прекапиллярах
мозгового вещества (r=-0,87) в эндокриноцитах последнего завершается
экструзия катехоламинов (r=-0,97), а в эндокриноцитах сетчатой зоны андрогенов (r=-0,97). Одновременно «включаются» ядерно-белковые синтезы
в них (r=0,80). Уменьшается ширина эпителиальных тяжей мозгового
вещества (r=-0,95). В эпителиоцитах клубочковой зоны слабоинтенсивно
идёт синтез минералокортикоидов (r=0,80), незначительно увеличивается
ширина клубочковой зоны (r=0,80) (Прил. табл.2).
Высокая
достоверная
положительная
взаимосвязь
диаметра
прекапилляра (r=0,90) → капилляра (r=0,79) пучковой зоны, посткапилляра
сетчатой зоны (r=0,85) с диаметрами эндокриноцитов сетчатой зоны (r=0,91)
и мозгового вещества (r=0,90) характеризует нарушенный, местами
малоинтенсивный, кровоток в них, инициирующий «выключение» ядерногобелкового синтеза в эпителиоцитах мозгового вещества (r=-0,97) и сетчатой
зоны (r=0,85) и начало синтеза катехоламинов (r=0,85) и андрогенов (r=0,92),
при этом увеличивается ширина эпителиальных тяжей мозгового вещества
(r=0,92) и ширина пучковой зоны (r=0,85) (Прил. табл.2).
В состоянии стрессового десинхроноза системы умеренная достоверная
отрицательная
взаимосвязь
диаметра
прекапилляра→капилляра→
посткапилляра клубочковой зоны (r=-0,96) и капилляра → посткапилляра
мозгового вещества (r=-0,97) характеризует слабый кровоток в них, при
85
котором
завершается
экструзия
минералокортикоидов,
выражающаяся
уменьшением диаметра эндокриноцитов клубочковой зоны (r=-0,90), а в
эпителиоцитах пучковой зоны завершается малоинтенсивная экструзия
глюкокортикоидов
(кортизола)
(r=-0,82),
одновременно
с
этим
«выключаются» ядерно-белковые синтезы в эндокриноцитах мозгового
вещества (r=-0,95), клубочковой (r=-0,82) и пучковой (r=-0,82) зон и, как
следствие, уменьшается толщина клубочковой зоны (r=-0,90) и капсулы (r=0,75) (Прил. табл.2).
Итак, активный приток крови в мозговое вещество → совпадает с
«выключением» ядерно-белковых синтезов в эндокриноцитах клубочковой и
пучковой зон и началом экструзии глюкокортикоидов (кортизола). Снижение
интенсивности кровотока в посткапилляры клубочковой зоны (r=0,86)
инициирует «включение» ядерно-белковых синтезов в эндокриноцитах
клубочковой и пучковой зон (r=1,0), а также менее интенсивно в
эпителиоцитах сетчатой зоны (r=0,78). При этом в эпителиоцитах пучковой
зоны активно синтезируются глюкокортикоиды (кортизол) (r=1,0), однако
уменьшается ширина пучковой зоны (r=-0,87) и в целом коркового вещества
(r=-0,82) (Прил. табл.2).
Таким образом, после 14 суток индуцированной стресс-реакции у
трёхмесячных
крольчих
морфофункциональные
в
надпочечниках
изменения:
развиваются
истончение
характерные
соединительнотканной
капсулы, нарастание гетерогенности кортикоцитов, особенно в сетчатой зоне,
делипидизация их цитоплазмы, нарушения гемодинамики (полнокровие,
сладж эритроцитов, стаз), вакуолизация цитоплазмы эндокриноцитов с
последующим оппоптозом и элиминацией их макрофагами, фиброзирование
соединительнотканной стромы в сетчатой и клубочковой зонах.
В условиях продолжительного воздействия стрессирующих факторов,
стрессогенно
адренокортикоцитов
обусловленный
проявляется
регенераторный
гиперплазией
потенциал
базофильных
86
субкапсулярных клеток (камбиального слоя), эндомитозами с появлением
двухядерных эндокриноцитов.
Выявлены
закономерности
гиперпластических
реакций
адренокортикоцитов, ремоделирования коркового вещества и адреналовой
зоны
надпочечника,
диспропорциональным
выражающиеся,
характером
изменений
главным
образом,
ширины
структурно-
функциональных зон коры. Особенности атрофии коркового вещества
надпочечника у крольчих в 1,58 раза (относительно контроля) реализуется за
счет уменьшения ширины пучковой и сетчатой зон, но сопровождается
увеличением ширины клубочковой зоны. Увеличение площади мозгового
вещества более чем в три раза (относительно контроля) происходит за счёт
увеличения хромаффинных клеток и их ядер, проникновения тяжей
гландулоцитов в сетчатую и пучковую зоны коры. Местами выявляется
врастание тяжей эпителиоцитов сетчатой зоны в медулу.
Особенности ремоделирования коры надпочечников крольчих при
развитии общего адаптационного синдрома обусловлены генетически
детерминированными изменениями метаболизма. При продолжительном
воздействии
стресс
факторов
восстановление
ультраструктуры
адренокортикоцитов при уменьшении резервов предшественников синтеза
кортикостероидов
характеризует
развитие
стойкого
адаптивно-
компенсаторного фенотипа клеток коры и медулы надпочечника.
Десинхроноз в цитофизиологии эндокриноцитов коркового и мозгового
вещества
надпочечника
при
стрессе
проявляется
в
преобладании
достоверных положительных взаимосвязей, при этом на фоне слабого
кровотока
осуществляются
синхронные
экструзии
катехоламинов
эндокриноцитами мозгового вещества и андрогенов – эндокриноцитами
сетчатой зоны коркового вещества. Аналогично синхронизированы процессы
малоинтенсивных экструзий минералокортикоидов и глюкокортикоидов
(кортизола)
характеризует
эндокриноцитами
их,
как
клубочковой
клетки
с
и
пучковой
морфологическими
зон,
что
признаками
87
существенного истощения и деструкции, находящимися на пределе
реализации адаптационной пластичности.
Если
цитофизиология
надпочечника
в
норме
предполагает
максимальную взаимосвязь структур клубочковой зоны с сетчатой, а
пучковой – с мозговым веществом, то после 14 суток стрессорного
воздействия
наибольшее
количество
существенных
положительных
коррелятов проявляют между собой структуры клубочковой зоны с таковыми
пучковой и аналогично – структуры сетчатой зоны с мозговым веществом.
3.4 Морфофункциональные реактивные изменения структур
надпочечников крольчих при коррекции индуцированного стресса
препаратом «Лигфол»
Фармакологическая
оптимизацию
коррекция
стресс-реакции
нацелена
на
органических и морфофункциональных изменений как в
органе, нейроэндокринной системе, так и в организме в целом. Действие
адаптогенов сводится к стресс-протекции, повышению резистентности
биоструктур к повреждающему воздействию экзогенных факторов.
Таблица 17 – Показатели массы крольчих контрольной, первой и второй
опытных групп (гр.)
Группа животных
Масса животного до
эксперимента
2475±41,22
2572±36,83
Масса животного после
эксперимента
2607±36,73*
2511±30,43
Контроль
Стресс
Стресс +
2491±28,48
2576±39,89
«Лигфол»
Примечание: статистически достоверные отличия*(р≤0,05)
У крольчих за 14 суток воздействия стресс-факторов на фоне препарата
«Лигфол» масса тела повысилась на 3,4%, тогда как при стресс-реакции она
снизилась на 2,4% (табл. 17).
Масса левого надпочечника у крольчих, находившихся в состоянии
стресс-реакции на фоне препарата «Лигфол», за период эксперимента
увеличилась на 1,2%. Масса правого надпочечника в стрессе увеличилась на
4,4%, а на фоне воздействия препарата «Лигфол» уменьшается на 0,4%.
88
Объемы левого и правого надпочечника крольчих в состоянии стрессреакции на фоне препарата «Лигфол» возрастают на 9 и 8,3%, что в два раза
меньше, чем при стрессе (табл. 18).
Таблица 18 – Показатели морфометрии надпочечников крольчих
контрольной и второй опытной групп
Показатели
Масса, мг
Объем, мм3
Длина, см
Ширина, см
Высота, см
Контроль
Левый
Правый
129,0±1,52
135,0±1,34*
11,0±0,12
12,0±0,15*
0,73±0,03
0,81±0,01*
0,31±0,03
0,30±0,01
0,35±0,03
0,39±0,03*
Стресс + «Лигфол»
Левый
Правый
130,5±1,64
134,4±1,47
12,0±0,11
13,0±0,15*
0,72±0,09
0,79±0,07
0,32±0,03
0,32±0,02
0,36±0,09
0,38±0,07
Примечание: статистически достоверные отличия*(р≤0,05)
Длина левого надпочечника в стрессе возрастает на 11,1, а в стрессе на
фоне «Лигфола» уменьшается на 1,4%. Длина правого надпочечника
в
стрессе увеличивается на 4,9 тогда как на фоне «Лигфола» уменьшается на
2,5%. Ширина левого и правого надпочечников крольчих в состоянии стрессреакции на фоне препарата «Лигфол» возрастают на 3,2 и 2,9%,
соответственно, что в среднем в 8,5 раза меньше, чем при стрессе. Высота
левого надпочечника в стрессе при воздействии препарата «Лигфол»
возрастает на 6,7%, что в 2,5 раза меньше, чем в стрессе. Высота правого
надпочечника в стрессе увеличивается на 5,13, тогда как на фоне «Лигфола» уменьшается на 2,6% (табл. 18).
В клиническом состоянии крольчих на 14 сутки стресс-реакции на
фоне воздействия препарата «Лигфол» отмечали активность, умеренный
аппетит, ровный шерстный покров, температуру тела в пределах нормы.
По результатам иммуноферментного анализа уровень кортизола в
сыворотке крови крольчих понижался на 80,1%( р≤0,05), относительно
стресса, а в сравнении с уровнем контрольных значений – был выше на 9,0%.
89
Таблица 19. Сывороточные концентрации гормонов крольчих на 14 сутки
стресса при воздействии препарата «Лигфол»
Гормоны
Контроль
Стресс
Стресс+«Лигфол»
Кортизол, нмоль/л
17,09±0,023
93,53±0,46* 18,62±0,06*•
ДГЭА-С, мкмоль/л
0,20±0,0017
0,11 ±0,021* 0,19±0,015*•
Прогестерон-0,1, нмоль/л
2,75± 0,015
1,90±0,032*
2,50±0,026*•
Примечание: статистически достоверные отличия Стресс+«Лигфол»:
* (р≤0,05), относительно контрольных значений; • (p≤0,05) относительно
стресса
Сывороточное содержание прогестерона возрастало - на 31,6%,
относительно стресса, а сравнительно с контрольными значениями – было
ниже на 18,3%. Концентрация ДГЭА-с в сыворотке крови крольчих
повышалась на 72,7% (р≤0,05) относительно стресса, но была ниже на
5,0%, в сравнении с контрольными значениями (табл. 19).
Гематологические
трёхмесячных
и
крольчих
биохимические
на 14
сутки
показатели
развития
неполовозрелых
стресс-реакции
при
воздействии препарата «Лигфол» приближались к референсным значениям
(табл. 20).
Таблица 20 – Основные гематологические и биохимические показатели
крольчих на 14 сутки стресс-реакции при воздействии препарата «Лигфол»
Показатели
Контроль
Стресс
Стресс+
«Лигфол»
106,7±1,34•
5,08±0,02•
6,23±0,05 *•
53,37±0,52 *•
46,77±0,09 •
6,06±0,03 *•
0,66±0,043
0,51±0,015 *
Hb, г/л
109,0±1,20
85,3±2,45*
12
Er, 10 /л
5,13±0,05
3,9±0,13*
9
Leu, 10 л
6,68±0,03
4,76±0,02*
Общий белок, г/л
58,5±0,46
46,7±1,24*
Альбумин, г/л
45,92±0,38
49,2±0,12*
Глюкоза, ммоль/л
5,56±0,176
7,48±0,07*
АсАТ, ммоль/л
0,69±0,013
0,71±0,018*
АлАТ, ммоль/л
0,54±0,021
0,69±0,023*
Коэффициент
1,27 ±0,024
1,03 ±0,03*
1,29±0,03 *•
Де Ритиса
Примечание: статистически достоверные отличия*(р≤0,05) - относительно
стресса; • (р≤0,05) - относительно контроля
Исследование гематологических показателей крови крольчих показало,
что при воздействии препарата «Лигфол» повышались численности
90
эритроцитов – на 30, общих лейкоцитов – на 21,7%, по отношению к стрессу.
Уровень гемоглобина в крови повышался на 25,1% (р≤0,05) относительно
стресса и максимально приближался к референсным значениям.
Анализ биохимических характеристик сыворотки крови выявил
увеличение концентрации общего белка в сыворотке крови на 14,3%( р≤0,05),
в то время как содержание белков альбуминовой фракции понижалось на
4,9% (р≤0,05) по отношению к стрессу. Содержание глюкозы в сыворотке
крови снижалось на 9,62% (р≤0,05) по отношению к стрессу, но было выше
контрольных значений на 9,0%. (р≤0,05)
Уровень внутриклеточных ферментов АсАТ был ниже на 7,04 АлАТ –
на 26,1%, относительно стресса, что привело к увеличению показателя
коэффициента Де Ритиса в 1,3 раза, приближая его к референсным значениям
(табл.20), что свидетельствовало о нормализации процессов метаболизма в
печени.
Рис 23 – Гистоструктура надпочечника крольчихи на 14 сутки стресса при
воздействии препарата «Лигфол». Капсула и клубочковая зона.
Гематоксилин и эозин. Об. 40. Ок. 15 (А), Об. 100. Ок.15 (Б): 1 – капсула; 2
– эндокриноциты клубочковой зоны; 3 – микрососуды; 4 – субкапсулярные
эндокриноциты
Микроскопически выявлено, что соединительнотканная капсула
надпочечника в зоне расположения экстраорганных артерий, сосудистого и
нервного сплетений утолщена в 1,14 раза (р≤0,05) относительно стресса,
хорошо коллагенизирована. Местами под капсулой видны скопления
91
мелких, базофильных субкапсулярных клеток, редко с признаками
гиперплазии (табл. 21, рис. 23).
Часть капсулы надпочечников разрыхлена, вокруг микрососудов
отмечается
периваскулярный
отёк.
Соединительнотканные
трабекулы,
проникающие от капсулы в толщу коркового вещества надпочечника
утолщены, микрососуды в них расширены, без признаков гемостаза (рис. 23).
Клубочковая зона коркового вещества хорошо выражена, в 1,46 раза
мощнее, чем таковая при стресс-реакции (табл. 21). Диаметр кортикоцита
достоверно уменьшается в 1,08 раза, в то время как диаметр его ядра в 1,1
раза, относительно стресса. Целостность клубочков на 80% этой зоны
надпочечника
сохранена.
Большинство
гландулоцитов
просветленной
слабо
базофильной
цитоплазмой,
мелкодисперсной
зернистостью
и
светлым
ядром
крупные
-
с
насыщенной
с
преобладанием
эухроматина, что является морфологическими признаками их секреторной
активности (рис. 23).
Таблица 21 – Показатели структур коркового вещества и медулы
надпочечника крольчих на 14 сутки стресс-реакции при воздействии
препарата «Лигфол» (мкм)
Показатели
Ширина капсулы
Ширина коркового в-ва
Ширина мозгового в-ва
Ширина клубочковой зоны
Ширина пучковой зоны
Ширина сетчатой зоны
Х
42,1
3506,25
1511,1
405,9
2147,25
953,1
Sx
0,69
328,7
24,5
15,5
78,43
17,52
σ
2,14
953,5
42,4
29,5
179,4
41,45
Cs
1,63
9,37
1,62
3,81
3,61
1,83
Cv
5,08
27,19
2,80
7,26
8,35
4,34
На ограниченной площади этой зоны в деформированных (за счет
выраженной
наполненности
сосудов)
клубочках
преобладают
эндокриноциты с базофильной цитоплазмой и умеренно базофильным ядром.
Местами
ширина клубочковой
зоны
компенсаторно
увеличена,
клубочки хорошо выражены, микрососуды существенно расширены, без
признаков
гемостаза.
На
периферии
таких
участков
выявлены
малодифференцированные эпителиоциты с фигурами митоза.
92
Рис. 24 – Гистоструктура надпочечника крольчихи на 14 сутки стресса при
воздействии препарата «Лигфол». Пучковая и сетчатая зоны. Гематоксилин и
эозин. Об.40. Ок.15 (А), Об.100.Ок.15 (Б): 1 – пучковая зона; 2 –
эндокриноциты сетчатой зоны; 3 – вакуолизированные эндокриноциты; 4 –
расширенные сосуды ГМЦР
Встречаются
гландулоциты
со
слабовыраженной
вакуолизацией
цитоплазмы, особенно на границе с пучковой зоной. Отдельные клубочки
капсулированы
соединительными
трабекулами
с
мощными
пучками
коллагеновых волокон (рис. 23).
В
пучковой
зоне
тяжи
эндокриноцитов
имеют
характерную
архитектонику. В этих участках хорошо выражена дифференцировка на
крупные светлые и преобладающие мелкие темные гландулоциты. Темные
клетки с умеренно базофильными ядрами и выраженной пылевидной
зернистостью цитоплазмы (рис. 24).
По всему объему коркового вещества пучковая зона неоднородна, её
ширина в 1,13 раза больше, чем при стрессе (р≤0,05) (табл. 21). Диаметры
кортикоцита и ядра достоверно увеличиваются в 1,12 раза относительно
стресса (табл. 22). На 50% ее площади структура сохранена, местами она
вытесняет клубочковую зону и распространяется до капсулы. В этой
гипертрофированной части зоны преобладают эпителиоциты с чётко
выраженной плазмалеммой, умеренно базофильными ядрами, с цитоплазмой,
насыщенной пылевидной зернистостью (рис. 24).
93
Таблица 22 – Показатели эндокриноцитов коркового вещества и медулы
надпочечника крольчих на 14 сутки стресс-реакции при воздействии
препарата «Лигфол» (мкм)
Показатели
Х
Sx
σ
Cs
Cv
0,40 0,59 2,05 3,02
эпителиоцита клубочковой зоны
19,5
0,26 0,55 2,71 5,72
ядра эпителиоцита клубочковой зоны
9,6
0,73 1,97 2,76 7,46
эпителиоцита пучковой зоны
26,4
0,33 0.82 2,84 7,06
ядра эпителиоцита пучковой зоны
11,6
0,42 1,32 1,84 5,78
эпителиоцита сетчатой зоны
22,8
0,57 0,81 5,37 7,64
ядра эпителиоцита сетчатой зоны
10,6
30,4
0,73 1,63 2,40 5,36
эпителиоцита мозгового в-ва
0,38 0,51 3,58 4,81
ядра эпителиоцита мозгового в-ва
10,6
За счет существенного расширения микрососудов, редко с признаками
гемостазов и периваскулярных отёков отмечается уплотнение пучков, часть
эпителиоцитов в них оказываются деформированными и с признаками
деструкции. В таких участках заметно преобладание мелких темных
гландулоцитов с ядром, насыщенным гетерохроматином и базофильной
цитоплазмой с мелкодисперсной зернистостью. Ближе к клубочковой зоне
относительно редко встречаются крупные эндокриноциты со светлой
цитоплазмой.
Рис 25 – Гистоструктура надпочечника крольчихи на 14 сутки стресса при
воздействии препарата «Лигфол». Сетчатая зона на границе с мозговым
веществом. Гематоксилин и эозин. Об.100. Ок.15 (А, Б): 1 – сетчатая зона; 2 –
двухядерные эндокриноциты; 3 – вакуолизированные эндокриноциты; 4–
сосуды ГМЦР
94
На большей площади зоны, где деградация эпителиального компонента
не выявляется, преобладают гландулоциты с умеренно базофильными
ядрами и светлой цитоплазмой без признаков вакуолизации.
Ширина сетчатой зоны в среднем в 1,76 раза (р≤0,05) больше (табл. 21),
чем при стрессе, лишь местами визуализируется её четкое обособление
соединительнотканной перегородкой от мозгового вещества.
Диаметр кортикоцита достоверно уменьшается в 1,18 раза, в то время
как диаметр ядра остаётся без изменений, относительно стресса (табл. 22). В
хаотически расположенных эпителиальных тяжах этой зоны преобладают
кортикоциты средних размеров с базофильной цитоплазмой насыщенной
мелкодисперсными
гранулами,
крупные
эндокриноциты
со
светлой
вакуолизированной цитоплазмой, содержат большое число митохондрий,
ядра умеренно базофильные, визуализируются реже, и, главным образом, в
участках, прилежащих к мозговому веществу. Также встречаются группы
малодифференцированных
мелких
эпителиоцитов,
с
выражено
базофильными ядрами и двухядерные тёмные гландулоциты (рис. 25).
Таблица 23 – Показатели диаметра микрососудов коркового вещества и
медулы надпочечника крольчих на 14 сутки стресс-реакции при воздействии
препарата «Лигфол» (мкм).
Показатели
прекапилляра клубочковой зоны
капилляра клубочковой зоны
посткапилляра клубочковой зоны
прекапилляра пучковой зоны
капилляра пучковой зоны
посткапилляра пучковой зоны
прекапилляра сетчатой зоны
капилляра сетчатой зоны
посткапилляра сетчатой зоны
прекапилляра мозгового вещества
капилляра мозгового вещества
посткапилляра мозгового вещества
Х
13,0
9,0
14,0
17,2
9,8
15,2
21,0
14,0
15,4
14,6
11,7
24,3
Sx
0,24
0,29
0,93
0,57
0,43
0,52
0,62
0,44
0,50
0,17
0,64
0,73
σ
1,12
1,58
0,90
1,15
0,89
1,08
0,99
0,71
0,87
7,39
0,81
0,48
Cs
1,84
3,22
6,64
3,31
4,38
3,42
2,95
3,14
3,24
1,16
5,47
3,04
Cv
8,61
17,55
6,42
6,68
9,08
7,10
4,71
5,07
5,64
50,61
6,92
1,97
95
Гистоархитектоника сетчатой зоны и мозгового вещества нарушена
таким образом, что часть эпителиальных тяжей сетчатой зоны заполняет
центральную часть надпочечника, при этом тяжи хромаффинных клеток
вытеснены в корковое вещество и местами доходят до его клубочковой зоны.
В отдельных участках сетчатой зоны коры, имеющей островковую
локализацию, визуализируются тяжи или скопления хромаффинных клеток,
обособленных соединительнотканными трабекулами. Среди них встречаются
группы клеток с частично лизированными ядрами, фрагментированными
мембранами органелл, зернистой структурой цитоплазмы (рис. 26).
В соединительнотканной прослойке, разделяющей корковое и мозговой
вещество, микрососуды существенно расширены (табл.23), особенно венулы,
периваскулярные отёки не визуализируются, редко встречаются гемостазы.
Рис 26 – Гистоструктура надпочечника крольчихи на 14 сутки стресса при
воздействии препарата «Лигфол». Сетчатая зона и мозговое вещество.
Гематоксилин и эозин. Об.40. Ок.15 (А). Об.100. Ок.15 (Б). 1 –
эндокриноциты сетчатой зоны; 2 – соединительнотканная прослойка; 3 –
гландулоциты мозгового вещества; 4 – микрососуды
Граница сетчатой зоны и мозгового вещества деформирована, местами
не визуализируется. Воздействие препарата «Лигфол» на фоне стрессреакции опосредовано инициирует ангиогенез, изменяющий архитектонику
микрососудистого русла дистальных участков коркового вещества и создает
условия для взаимопроникновения эндокриноцитов одной зоны в другую
(рис. 26).
96
Рис 27 – Гистоструктура надпочечника крольчихи на 14 сутки стресса при
воздействии препарата «Лигфол». Мозговое вещество. Гематоксилин и
эозин. Об.100.Ок.15 (А, Б): 1 – тяжи хромаффинных клеток; 2 – светлые
гландулоциты; 3 – тёмные гландулоциты; 4 – фигуры митозов; 5 –
микрососуды
Площадь мозгового вещества в правом надпочечнике, во всех
исследованных случаях, существенно больше таковой в левом, что
характеризует правостороннюю асимметрию. Ширина мозговой зоны в
среднем в 0,94 раза меньше (р≤0,05), чем при стресс-реакции, при этом
отмечали достоверное увеличение диаметра адреналоцита в 1,03 раза, а
диаметра ядра – в 1,1 раза. Тяжи хромаффинных клеток хорошо выражены,
преобладают крупные эндокриноциты со светлой цитоплазмой и слабо
базофильным ядром (табл. 21, рис. 27).
По периферии мозгового вещества встречаются скопления мелких
темных эндокриноцитов, с умеренно базофильными ядрами. В центральной
части левого надпочечника мозговое вещество представлено небольшими
разрозненными группами гландулоцитов. Несколько тяжей хромаффинных
клеток визуализируются в сетчатой зоне коры, местами они оттеснены в
пучковую зону коркового вещества и максимально приближены к капсуле
органа.
Незначительная часть мозгового вещества, расположенная на границе с
сетчатой зоной коры, вовлечена в деструктивные процессы.
97
Рис. 28 Электронограмма ультратонкого среза надпочечника крольчихи на 14
сутки стресса при воздействии препарата «Лигфол». Клубочковая зона. Ув. х
6000 (А, Б, В): 1 – ядро эндокриноцита; 2 – крупные вакуоли в цитоплазме
эндокриноцита; 3 – коллагенизация межклеточных участков; 4 – цитокинез
малодифференцированного эпителиоцита; 5 – интерфазный эндокриноцит; 6
– гемокапилляр; 7 – структуры ЭПР
Местами сохранены отдельные крупные эндокриноциты, со светлой
цитоплазмой, расположенные по периферии микрососудов, в других
участках мозгового вещества визуализируются многочисленные группы
мелких клеток с выражено базофильными ядрами (рис. 27).
Субмикроскопически выявлено, что воздействие препарата «Лигфол»
при стресс-реакции в большинстве эндокриноцитов клубочковой зоны с
базофильной
цитоплазмой,
не
имеющей
выраженных
признаков
вакуолизации, активизирует синтетическую функцию ядра, что выражается
увеличением
количества
эндокриноцитов
эухроматина
возрастает
и
численность
ядрышек.
В
митохондрий,
цитоплазме
структур
белоксинтезирующего аппарата, гранул включений, в том числе гликогена,
мелкие и крупные вакуоли единичны, тенденция к их слиянию не
прослеживается (рис.28). Всё это является морфологическими признаками
синтетической активности ядра и секреторной функции цитоплазмы
эндокриноцитов.
98
Рис 29 – Электронограмма ультратонкого среза надпочечника крольчихи на
14 сутки стресса при воздействии препарата «Лигфол». Пучковая зона. Ув. х
6000 (А, Б, В). 1 – вакуоли с электронноплотным содержимым; 2 –
агранулярный ЭПР; 3 – ядро тёмного эндокриноцита; 4 – ядро светлого
эндокриноцита; 5 – трансформация ядра малодифференцированного
эпителиоцита
В пучковой зоне в составе эпителиальных тяжей заметны тёмные и
светлые эндокриноциты. Преобладают клетки с умеренно базофильными
ядрами и светлой цитоплазмой без признаков вакуолизации, но выражена
деструкция части органелл, уменьшение количества липидных капель, как
ультраструктурные
проявления
стрессирующего
воздействия.
В
эндокриноцитах с умеренно электронноплотной цитоплазмой отмечено
разрастание гранулярного ЭПР, секреторного аппарата и образование
большого числа вакуолей, заполненных выражено электронноплотным
содержимым (рис. 29).
На незначительной площади пучковой зоны заметны признаки
"истощения"
гормон-секретирующего
компонента,
выражающиеся
фрагментацией большинства органелл, деградацией эндокриноцитов и
образованием детрита. В участках, прилежащих к последним, отмечается
скопление большого числа малодифференцированных мелких клеток, с
ядрами насыщенными гетерохроматином (рис. 29).
99
Рис 30 – Электронограмма ультратонкого среза надпочечника крольчихи на
14 сутки стресса при воздействии препарата «Лигфол». Сетчатая зона. Ув.х
6000 (А).Ув. х 8000 (Б,В): 1– ядро тёмного эндокриноцита; 2 – кольцевидная
трансформация ядрышка; 3 – частичная деструкция органелл и вакуолизация
цитоплазмы эндокриноцита;4–эритроцит;5– ядро клетки фибробластического
ряда; 6 – митохондрии.
В сетчатой
зоне в составе переплетающихся эпителиальных тяжей
преобладают тёмные кортикоциты средних размеров с базофильной
цитоплазмой насыщенной мелкодисперсными гранулами. Крупные светлые
эндокриноциты массово визуализируются в участках, прилежащих к
мозговому веществу. Их ядра умеренно базофильные, в цитоплазме
выражена вакуолизация, слияние крупных вакуолей, возрастает численность
митохондрий (рис. 30).
Также
встречаются
группы
малодифференцированных
мелких
эпителиоцитов, с выражено базофильными ядрами и единичные двухядерные
тёмные эндокриноциты, в которых, после эндомитоза, одно из ядер может
подвергаться деградации, а в синтетически активном ядре – кольцевидная
трансформация ядрышка (рис. 30).
Ядра тёмных эндокриноцитов насыщены гетерохроматином. В
сетчатой
зоне
на
границе
с
мозговым
веществом
видны
группы
эндокриноцитов с участками деградации цитоплазмы (рис. 31).
100
Рис 31 – Электронограмма ультратонкого среза надпочечника крольчихи на
14 сутки стресса при воздействии препарата «Лигфол». Сетчатая зона (А).
Мозговое вещество (Б,В): Ув.х 6000 (А). Ув.х 8000 (Б,В). 1 – эритроцит в
просвете венозного синуса; 2 – ядра светлых хромаффинных клеток; 3 –
кольцевидная трансформация ядрышка; 4 – вакуоли; 5 – митохондрии
Тяжи мозгового вещества представлены адреналоцитами с умеренно
базофильными ядрами, насыщенными эухроматином, содержащими одно-два
ядрышка,
в
цитоплазме
электронноплотным
преобладают
содержимым,
гранулы
отмечена
и
вакуоли
активизация
с
транспорта
микропузырьков по направлению к эндотелию микрососудов. По периферии
мозгового вещества, вокруг микрососудов, визуализируются скопления
мелких темных эндокриноцитов с выражено базофильными ядрами,
насыщенными гетерохроматином, ядрышковый организатор плохо выражен,
в цитоплазме гранулы со низкоэлектронноплотным содержимым.
Микрососуды, особенно венозные синусы, расширены, в просвете
встречаются единичные эритроциты (рис. 31).
Системным анализом с использованием коэффициентов парной
корреляции выявлена высокая положительная и существенная взаимосвязь
для
диаметров
клубочковой
зоны,
прекапилляров
для
(r=0,99)→посткапилляров
прекапилляров
мозгового
вещества
(r=0,87)
(r=1,0),
101
прекапилляров (r=0,85)→ капилляров (r=-0,94)→посткапилляров пучковой
зоны (r=0,94) и для прекапилляров (r=1,0)→ капилляров (r=0,85) сетчатой
зоны, что характеризует тенденцию к активизации артериального притока в
них (Прил. табл.3).
При этом «выключается» ядерно-белковый синтез в эпителиоцитах
клубочковой и пучковой зон коркового и мозгового вещества (r=-0,74), почти
одновременно
начинается
интенсивный
синтез
минералокортикоидов
эпителиоцитами клубочковой зоны (r=0,99), синтез глюкокортикоидов
эпителиоцитами пучковой зоны (r=0,99) и - катехоламинов эпителиоцитами
мозгового вещества (r=0,99). Напротив, в эпителиоцитах сетчатой зоны после
завершения экструзии андрогенов (r=-0,87) «включается» ядерно-белковый
синтез (r=0,98) и вновь начинается синтез андрогенов (r=0,87), реализуется
тенденция к увеличению ширины сетчатой зоны и в целом коркового
вещества (r=0,87) (Прил. табл.3).
На фоне умеренного кровотока в прекапиллярах (r=0,87) → капиллярах
клубочковой зоны (r=0,78), и в прекапиллярах (r=0,87) → капиллярах
сетчатой зоны (r=0,74), и очень слабого кровотока в прекапиллярах (r=-1,0)
→ посткапиллярах пучковой зоны (r=-0,99), а также в прекапиллярах (r=0,87)→капиллярах мозгового вещества (r=-0,82) просматривается тенденция
к
«выключению»
ядерно-белкового
синтеза,
первоначально,
в
эндокриноцитах мозгового вещества (r=0,83), затем в эпителиоцитах
клубочковой (r=0,88), сетчатой (r=0,90) и только потом в пучковой зоне
(r=0,96).
Аналогично,
синтез
минералокортикоидов
в
эпителиоцитах
клубочковой зоны (r=0,83) происходит с некоторым опережением процессов
синтеза глюкокортикоидов в пучковой зоне (r=0,88) и синтеза андрогенов в
сетчатой зоне (r=0,90). Увеличивается ширина сетчатой зоны (r=0,83) и в
целом коркового вещества (r=0,87) (Прил. табл.3).
Умеренный кровоток в прекапиллярах (r=0,87)→капиллярах (r=0,90)
пучковой зоны, в прекапиллярах (r=0,85)→ капиллярах мозгового вещества
(r=0,82), и слабый кровоток в прекапиллярах (r=-0,85) → посткапиллярах (r=102
0,91) клубочковой и в прекапиллярах (r=-0,85)→ капиллярах сетчатой зон
(r=-1,0) подтверждает цикличный характер интраорганного кровоснабжения
структур пучковой зоны и мозгового вещества, а также клубочковой и
сетчатой зон коркового вещества. Выявляется функционирование двух
специфических
кругов
интраорганного
кровоснабжения
структур
надпочечника, а именно: одного, связывающего клубочковую и сетчатую
зоны и второго, обеспечивающего взаимосвязь пучковой зоны и мозгового
вещества. Последнее свидетельствует о коррегирующей роли препарата
«Лигфол» на фоне развития стресса, инициирующего ангиогенез и
восстановление
специфической
системы
кровоснабжения
органа,
свойственного надпочечникам в норме.
На фоне слабого кровотока в прекапиллярах клубочковой и сетчатой
зон (r=-0,74) и в капиллярах пучковой зоны (r=-0,78) происходит экструзия
андрогенов (r=-0,89) и уменьшается ширина сетчатой зоны (r=-0,74).
Завершение экструзии андрогенов в кровь инициирует «включение» ядернобелкового синтеза в эпителиоцитах сетчатой зоны (r=0,98). Характерно то,
что при умеренном кровотоке в посткапиллярах клубочковой зоны (r=0,87) и
слабом кровотоке в капиллярах пучковой зоны (r=-0,94) почти одновременно
начинается
интенсивный
синтез
минералокортикоидов
(r=0,99),
глюкокортикоидов (r=0,99) и катехоламинов (r=0,99) (Прил. табл.3).
Итак, воздействие препарата «Лигфол» на фоне индуцированной
стресс-реакции обеспечивает сохранение целостности эндокриноцитов на
8090% площади клубочковой зоны, в ней преобладают крупные светлые
клетки с признаками секреторной активности. В пучковой зоне на 50%–
площади отмечено сохранение структуры гландулоцитов, а в сетчатой - на
90% площади эпителиальные тяжи имеют характерную гистоархитектонику.
Мелкие базофильные эндокриноциты в тяжах пучковой зоны составляют 70,
а в сетчатой – 80%.
В зоне мозгового вещества микрососуды, особенно венулы, расширены
без признаков гемостаза. В тяжах хромаффинных клеток 85% составляют
103
крупные светлые эндокриноциты, темные клетки группами встречаются на
периферии зоны.
При
умеренном
эндокриноцитах
кровотоке
каждой
из
в
зон
сосудах
коркового
обменного
и
мозгового
звена
в
вещества
надпочечника активизируется экструзия синтезированных продуктов, что
приводит к уменьшению объёма клеток и площади зон. К моменту
завершения эструзии гормонов, активизация кровотока (и повышение
сывороточной концентрации АКТГ) инициирует «включение» ядернобелковых синтезов в эпителиоцитах соответствующих зон. Одновременно,
или несколько позднее, в их цитоплазме начинается синтез компонентов
конечного продукта, следствием чего является увеличение объёма клеток и
площади зон, при этом в них происходит «выключение» ядерно-белковых
синтезов.
Таким образом, в условиях коррекции стресс-реакции препаратом
«Лигфол» надпочечники не подвергаются значительным структурным и
функциональным изменениям. К 14 суткам эксперимента эндокриноциты
надпочечников не испытывают выраженного дефицита пластических
материалов, как при стрессе, что обеспечивает им реализацию адаптационнокомпенсаторных
возможностей.
Препарат
«Лигфол»
опосредованно
восстанавливает взаимосвязи структур паренхиматозного и сосудистого
компонентов клубочковой и сетчатой зон, а также таковых пучковой и
мозговой зон. При этом корреляты между пучковой и мозговой зонами
значимо ниже.
Ритмичный
комплексов
характер
коркового
и
функционирования
мозгового
вещества
гормонсекретирующих
и
структур
системы
обеспечения надпочечника у крольчих на фоне воздействия препарата
«Лигфол» при индуцированной стресс-реакции обеспечивает более раннюю
экструзию в интраорганное сосудистое русло глюкокортикоидов (кортизола)
эндокриноцитами
пучковой
зоны,
затем
экструзию
катехоламинов
эндокриноцитами мозгового вещества и только потом – экструзию
104
минералокортикоидов и андрогенов эндокриноцитами клубочковой и
сетчатой зон.
3.5 Заключение
При воздействии на неполовозрелых крольчих в течение 14 суток
стресс-факторов закономерно выявляются гиперпластические реакции со
стороны
паренхиматозно-стромального
выражающиеся
ремоделированием
и
компонентов
надпочечника,
специфическим
характером
диспропорциональных изменений размеров структурно-функциональных зон
его коркового вещества и медулы. Последнее характеризуется увеличением
ширины клубочковой зоны, но уменьшением ширины пучковой и сетчатой
зон коркового вещества. Кроме этого, увеличение ширины мозгового
вещества сопровождается прорастанием его эпителиальных тяжей в зону
коры надпочечника.
В клубочковой зоне стрессогенно обусловлены: массовая вакуолизация
цитоплазмы
как
признак
аппоптоза
эндокриноцитов,
нарушения
гемодинамики (полнокровие, сладж эритроцитов, стаз), фиброзирование
соединительнотканной стромы, а в пучковой зоне ‒ деградация и некробиоз
гландулоцитов, проявляющиеся в лизисе или кариорексисе ядра, аутолизе
органелл, делипидизации цитоплазмы.
Гистобластические потенции кортико- и адреналоцитов надпочечника
крольчих адаптационно проявляются нарастанием гетерогенности клеток,
особенно в сетчатой зоне. Регенераторный потенциал адренокортикоцитов
проявляется в увеличении камбиального слоя, эндомитозами и появлением
двухядерных клеток.
В условиях коррекции индуцированной стресс-реакции препаратом
«Лигфол»
структурно-функциональные
изменения
в
надпочечниках
крольчих менее выражены. Эндокриноциты надпочечников в условиях
неформирующегося
дефицита
поступления
пластических
материалов,
характерного для стресса, существенно реализуют свои компенсаторные
105
возможности.
Воздействие
восстанавливает
препарата
оптимальный
«Лигфол»
уровень
опосредованно
взаимосвязей
структур
паренхиматозного и сосудистого компонентов коркового и мозгового
вещества надпочечника, что обеспечивает экструзию в интраорганное
сосудистое русло, первоначально глюкокортикоидов эндокриноцитами
пучковой зоны, затем ‒ катехоламинов эндокриноцитами мозгового вещества
и только потом ‒ минералокортикоидов и андрогенов эндокриноцитами
клубочковой и сетчатой зон.
Таким образом, адаптогенный эффект препарата «Лигфол» при
развитии
общего
адаптивного
синдрома
выражается
купированием
стрессогенных изменений в надпочечниках крольчих, что обусловливается
достаточным
уровнем
функциональных
пластического
взаимосвязей
материала,
между
сохранением
структурами
тканевого
гормонсекретирующего комплекса и сосудами, позволяя реализовать
адаптационно-компенсаторный потенциал.
4. ОБСУЖДЕНИЕ ПОЛУЧЕННЫХ РЕЗУЛЬТАТОВ
Надпочечники в эмбриогенезе развиваются из разных зародышевых
листков:
корковое
вещество
имеет
мезодермальное,
мозговое
-
эктодермальное происхождение и является производным клеток нервного
гребня (Ehrhart-Bornstein M., Hinson J. P., Bornstein S. R. et al., 1998; Kuo B.
R., Erickson C. A., 2010). Корковое вещество относится к интерреналовой, а
мозговое вещество ‒ к адреналовой системам. В связи с этим надпочечники
являются
одновременно
эндокринным
органом
высокоспециализированным отделом симпатической нервной
и
системы
(Сапин М.Р., 1974; Дедов И.И., Марова Е.И., Вакс В.В., 2000; Дедов И.И.,
2005; Фадеев В.В., 2008; K.A. O’Connor et al., 2003).
В
процессе
органогенеза
желез
происходит
пространственное
сближение коркового и мозгового веществ, а функциональное созревание
эндокриноцитов различных типов происходит под влиянием сложных
106
паракринных взаимодействий (Chamoux E., Otis M., Gallo-Payet N., 2005;
King P., Paul A., Laufer E., 2009). Этот механизм еще не до конца изучен, что
и определяет по сегодняшний день актуальность исследований процессов
эмбрио- и гистогенеза этих желёз. Половые различия в строении и функции
надпочечника в пре- и пубертатный периоды изучены недостаточно, и
данные носят фрагментарный характер. О.Г.Сидорова, Л.А. Бондырева
(2008), Е.Л. Лушникова, Е.В. Колдышева, О.Л. Молодых (2009), E.V.
Koldysheva et al. (2005,2008) отмечают, что имеются различия в массе
адреналовых желез неполовозрелых самок и самцов, при этом неравнозначна
и, как правило, обратно пропорциональна активность синтеза гормонов
клубочковой зоны.
У
новорожденных
и
половозрелых
животных
надпочечники
характеризуются наличием одних и тех же зон, морфометрические
показатели и соотношение коркового и мозгового веществ изменяются с
возрастом, что в постнатальном онтогенезе происходит неравномерно и
носит волнообразный характер, при этом пики роста рядом авторов
(Кузнецов А.В., Шевченко Б.П., 2000; Атагимов М.З., 2007; Алексеев В.В.,
Арестова И.Ю., 2010, 2012; Сорокин Д.А., 2011; Арестова И.Ю., Алексеев
В.В.,2012) объясняют критическими периодами в развитии животного
(отъем, наступление половой зрелости, кастрация, смена условий содержания
и т.п.).
Адреналовые железы неполовозрелых крольчих в возрасте трёх
месяцев представляют собой парные органы: правая – уплощённо-овальной,
а левая ‒ округлой формы. При диссекции трупа кролика в спинном
положении надпочечные железы обнаруживаются только после смещения
кишечника в сторону. Надпочечники бело-желтого цвета, расположены в
почечной области краниального отдела забрюшинного пространства.
В нормальном положении надпочечники удерживает окружающая
жировая и соединительнотканная капсулы. При исследовании топографии
107
адреналовых желёз установлено, что правая железа локализуется в пределах
T12 и T13, а левая – в пределах L2 и L3.
Правая надпочечная железа располагается кранио-медиально на
расстоянии 10 мм от почки, между брюшной аортой и каудальной полой
веной. Левая железа лежит медиально на расстоянии 5‒8 мм от переднего
полюса почки в почечном жировом депо, ближе к брюшной аорте и рядом с
почечной артерией. На туловище правая адреналовая железа проецируется на
каудальный край последнего ребра.
Ангиоархитектоника надпочечников осуществляется артериями, в 60%
случаев отходящими от почечных, в 30‒35% ‒ от краниальной брюшной
артерии и в 5-8% - от первой или второй поясничных артерий.
Принцип васкуляризации коркового и мозгового вещества, а также
строение венозного компонента в правосторонних и левосторонних железах
аналогичны. Отток крови от надпочечников осуществляется по ветвям
меньшего диаметра и больших порядков, собирающих кровь из окружающих
тканей и частично из капсулы почки.
Надпочечные артерии в составе гемомикроциркуляторного русла
железы образуют капсулярную и кортикальную сети, их концевые ветви
(прекапилляры) через внутреннюю капсулу проходят в составе трабекул в
мозговую
зону
надпочечника,
где
образуют
сеть
капилляров
и
посткапиллярных венул, последние, сливаясь, образуют надпочечную вену.
Выявленная капсулярная венозная сеть в 98% случаев имела сток именно в
надпочечную вену, которая открывалась в краниальную брюшную вену.
Количество венозных ветвей, выходящих из капсулы надпочечника,
варьирует от одной до трех, при этом ветви имеют значительные диаметры,
что
компенсирует
приток
по
существенно
большему
количеству
артериальных ветвей и регулирует осмотическое давление внутри органа.
Отток венозной крови из правого надпочечника, в связи с особенностью его
топографии, возможно в большей степени, осуществляется под воздействием
артериальной пульсовой волны. Выявленные анатомо-топографические
108
особенности адреналовых желёз крольчих и источников их экстраорганной
васкуляризации согласуются с данными В.Н. Жеденова, С.С. Бигдан, В.П.
Лукьянова с соавт. (1957) и А.Д. Ноздрачева, Е.Л. Полякова, А.Н. Фединой
(2009). Масса неполовозрелых крольчих (контрольная группа) за 14 суток
эксперимента возросла на 5,3%. В показателях морфометрии адреналовых
желёз выявляли правостороннюю ассиметрию: так, масса ‒ на 4,7, объем на
9,1, длина
на 10,9, ширина
на 12,9, высота
на 30,0 % у правого
надпочечника достоверно больше левого, соотношение коркового вещества
надпочечника к мозговому 8:1, а процентное соотношение клубочковой,
пучковой и сетчатой зон как 5:76:19. Морфологические особенности
надпочечников и уровень взаимосвязи клеточно-тканевых структур его
коркового вещества и медулы определяют механизм их функционирования.
Снаружи
каждый
надпочечник
у
крольчих
заключен
в
соединительнотканную капсулу, состоящую из пучков коллагеновых и
эластичных волокон, нескольких слоев фиброцитов и рассеянных миоцитов.
Непосредственно под капсулой визуализируется тонкий слой мелких
малодифференцированных
клеток,
что
согласуется
с
результатами
исследований Е.И. Тараканова (1960); А.А. Артишевского (1974,2000), C.
Zimmer, A. Hörauf, C. Reusch (2000), которые отмечали роль этих клеток в
образовании добавочных телец, обнаруживаемых иногда на поверхности
железы.
От капсулы в паренхиму органа радиально проходят трабекулы,
связанные между собой косо и поперечно направленными перемычками,
формирующими ячеистую соединительнотканную строму надпочечника.
Соединительнотканный
каркас,
в
котором
проходят
кровеносные,
лимфатические сосуды и нервные волокна, связывает корковое и мозговое
вещество, обеспечивая тем самым общность всего органа, на что также
указывали ранее ряд авторов (Сапин М.Р., 1974; Дедов И.И, Марова Е.И.,
Вакс В.В., 2000; Рунов Г.П., Зиновьева О.В., 2006).
109
Надпочечники имеют постоянное и интенсивное кровоснабжение
(Кеттайл В.М., Рональд А.А., 2001) и характеризуются особенностью
строения гемомикроциркуляторного русла, что объясняется не только
закономерностями онтогенеза этих желез, но и органоспецифичностью
взаимосвязи, строения и функции его компонентов (Сапин, М.Р., 1974;
Артишевский, А.А., 1977; Дедов, И.И., Марова Е.И., Вакс В.В., 2000; Фадеев
В. В., Мельниченко Г. А., 2003; Фадеев, В.В., 2008). Три зоны их коркового
вещества и паренхима мозгового вещества кровоснабжаются различными
артериальными сосудами, но имеют общий венозный отток (Сапин М.Р.,
1974). В надпочечниках присутствует как магистральный, так и рассыпной
типы ветвления артерий, последние в капсуле органа дихотомически делятся
на артериолы (Гальцова З.В., 1958; Шишкин А.П., 1996; Медведева О.А.,
2001; Henderson I. W., 2011).
Интраорганное русло составляют капсулярные, кортикальные и
медулярные сосуды, образующие перфорирующие кору артерии мозгового
вещества надпочечников (Сапин М.Р., Шахламов В.А., 1970; Фадеев, В. В.,
2008; Morris J., Dobson J., 2008).
В
соединительнотканной
строме
надпочечников
у
крольчих
содержится большое количество прекапилляров, капилляров, артериол и
венул.
Прекапилляры
и
капилляры
визуализируются
по
ходу
соединительнотканных пучков и сосредоточены в основном в клубочковой
зоне коры, в пучковой – больше выявляется артериол и прекапилляров, в
сетчатой зоне – больше синусоидных капилляров и посткапиллярных венул,
что согласуется с ранее описанными фактами (Сапин М.Р., 1974).
В ячейках стромы надпочечников крольчих располагаются группы
эндокриноцитов, составляющих паренхиму органа, разделяющуюся на две
разные по строению и значению зоны: по периферии органа – корковое, а в
центре ‒ мозговое вещество. Последнее согласуется с данными ряда авторов
(Артишевский А.А., 1972; Майстренко Н.А., 2000; Pey et al., 2011; Schwarz T.,
Saunders J., 2013).
110
На поперечном разрезе надпочечника у кроликов корковое вещество
структурно
и
характером
Соединительнотканная
окрашивания
прослойка
между
отличается
ними
от
мозгового.
тонкая,
частично
прерывается, что согласуется с рядом авторов отмечавших, что корковое и
мозговое вещество железы иногда разделены темной, тонкой прослойкой
соединительной ткани,
так называемым промежуточным слоем Вирхова
(Сапин М.Р., 1974; Майстренко Н.А., 2000).
Корковое вещество составляет 80‒90 % всей железы, состоит из трех
зон ‒ клубочковой, пучковой и сетчатой,
расположенных в порядке
смещения к мозговому веществу, что согласуется с мнением ряда авторов
(Дедов И.И., Марова Е.И., Вакс. В.В., 2000; Фадеев В.В., 2008; Vaidya B.,
Pearce S., Kendall-Taylor P., 2000; Mooney C.T., Rand J.S., Fleeman L.M.,
2008).
В клубочковой зоне кубические эндокриноциты с выраженной
вакуолизацией,
местами
слабобазофильно
окрашенной
цитоплазмой.
Цитоплазма 40% клеток содержит мелкодисперсную зернистость, ядра
округло-овальной, реже уплощенной формы, насыщены эухроматином.
По всему объему коркового вещества пучковая зона однородна, с
характерной, архитектоникой состоит из кубических и низкопризматических
эндокриноцитов, крупных светлых и мелких темных, формирующих хорошо
различимые и упорядоченные тяжи, направленные перпендикулярно к
поверхности надпочечника. Ядра слегка овальной формы. Большинство
эндокриноцитов пучковой зоны крупнее, чем в клубочковой, имеют более
светлую, в меньшей степени вакуолизированную цитоплазму.
В
надпочечнике
функционирование
нескольких
звеньев
микроциркуляции в интроорганном русле обуслвливает чередование фаз
секреторных циклов эндокриноцитов разных зон коркового вещества, а так
же инициацию секреторного цикла и его блокирования.
Инициация ядерно-белкового синтеза в эндокриноцитах клубочковой и
пучковой зон надпочечников происходит на фоне активизации артериального
111
притока (содержащего релизинг-факторы и гормоны аденогипофиза),
одновременное интенсивное отведение венозной крови из сетчатой зоны и
мозгового вещества способствует экструзии андрогенов и катехоламинов их
эндокриноцитами. Гетерохронно «включение» ядерно-белкового синтеза в
эндокриноцитах сетчатой зоны и медулы осуществляется при активизации в
них артериального притока, закономерно интенсивное отведение венозной
крови из клубочковой и пучковой зон сопровождается экструзией минералои глюкокортикоидов их эндокриноцитами.
При развитии стресс-реакции на 14 сутки в клиническом состоянии
крольчих
отмечали
угнетение,
апатию,
понижение
аппетита,
взъерошенность шерстного покрова, повышение температуры тела на
0,3‒0,5°C, Масса крольчих, находившихся под воздействием стресс-факторов
уменьшилась на 2,4%, тогда как у самок контрольной группы за этот период
она увеличилась на 5,3%. Массы левого и правого надпочечников
увеличились на 7,1 и 4,4%, а объемы возросли на 18,2 и 16,7%
соответственно. Существенно в стрессе изменяются и линейные показатели
органа, так, длина левого и правого надпочечников возрастает на 11,1 и 4,9%,
ширина ‒ на 29 и 22,9%, а высота ‒ на 16,7 и 5,13%, соответственно.
Уровень кортизола в сыворотке крови крольчих опытной группы
существенно превышал контрольные показатели в 5,5 раза (547,0%)
(р≤0,001), что являлось главным клиническим индикатором стресс-реакции,
полученной в результате эксперимента. При этом достоверно снижались
концентрации ДГЭА-с ‒ в 1,8 раза (45,0%) (р≤0,05), прогестерона – в 1,45
раза (30,9%) (р≤0,001) относительно контрольных значений, что также
характеризовало состояние гормонального фона самки при развитии стрессреакции, что согласуется с данными ряда авторов (Азарных Т.Д., 2012;
Нестеров Ю.В. и др., 2012; Kondo Y. et al., 2013).
Анализ гематологических характеристик крольчих на 14 сутки
индуцированноой стресс-реакции показал, что у животных количество
эритроцитов и общих лейкоцитов в крови уменьшалось на 23,9% (р≤0,001) и
112
на 23,4% (р≤0,001), соответственно, а уровень гемоглобина в крови
понижался на 21,74% (р≤0,001) по сравнению с контрольной группой.
Анализ биохимических характеристик сыворотки крови показал, что
концентрация общего белка понижалась на 20,2% (р≤0,01) в том числе
содержание белков альбуминовой фракции увеличивалось на 7,1% (р≤0,01), в
отношении контрольных значений. Содержание глюкозы в сыворотке крови
возрастало на 34,5% (р≤0,001), концентрация внутриклеточного фермента
АсАТ повышалась незначительно (на 3,0%), тогда как АлАТ увеличивалась
на 27,8% (р≤0,01) по сравнению с контролем, что привело к уменьшению
коэффициента Де Ритиса в 1,2 раза относительно контрольных значений.
Увеличение концентрации АлАТ при индуцированной стресс-реакции
свидетельствует о повреждении клеток печени, при этом уровень АсАТ
изменялся незначительно, о чём свидетельствует уменьшение коэффициента
Де Ритиса по сравнению с нормой и согласуется с данными Л.В.
Карпуниной, Т.П. Кикаловой, М.Д. Сметаниной (2010); А.В. Севрюкова, Т.С.
Колмаковой, Ю.И. Левченко и др. (2014), но противоречит результатам
исследований Т.Я. Вишневской (2012).
Ширина капсулы достоверно уменьшается в 1,15 раза, ширина
коркового вещества ‒ уменьшается в 1,58 раза, а мозгового – увеличивается в
3,03 раза (p≤0,05) относительно контроля. Под капсулой визуализируется
гиперплазированный
слой
субкапсулярных
клеток
с
выраженно
базофильными ядрами, насыщенными гетерохроматином, местами видны
эндомитозы и выявляются двухядерные эндокриноциты. Закономерности
ремоделирования коркового вещества и адреналовой зоны надпочечников,
изменений ширины структурно-функциональных зон коры выразились
соотношением коркового вещества к мозговому, как 1,7:1, и процентным
соотношением клубочковой, пучковой и сетчатой зон, как 10:70:20.
Ширина
клубочковой
зоны
коркового
вещества
надпочечника
достоверно увеличилась в 1,24 раза, диаметр эпителиоцита ‒ в 1,07 раза, а
диаметр его ядра ‒ в 1,43 раза, что противоречит данным Каргиной М.В.,
113
Котельниковой С.В., Котельникова А.В.(2013). В цитоплазме большинства
эндокриноцитов заметны скопления вакуолей. В участках разрушения
клубочков большое число деградирующих клеток и аппоптозных тел,
визуализируются эндокриноциты с пикнотическими ядрами, некротический
детрит с фрагментами клеток и мелкоклеточная инфильтрация. В отдельных
клубочках деградация эндокриноцитов сопровождается кареорексисом,
аутолизом органелл и фрагментацией плазмолеммы, заметна гипертрофия
сохраняющихся эпителиоцитов с признаками эндомитозов.
Значительный приток крови, существенное расширение фенестр
эндотелиоцитов микрососудов инициируют образование периваскулярных
отёков, что ранее было отмечено целым рядом авторов (Vinson G. P. et al.,
2007; Ehrhart-Bornstein M., Bornstein S.R., 2008).
Ширина пучковой зоны существенно уменьшена в 1,72 раза, диаметр
эпителиоцита уменьшен в 1,1 раза, а его ядра – достоверно увеличивается в
1,37 раза. Нарушена характерная архитектоника утолщенных эпителиальных
тяжей, в которых одни эндокриноциты имеют хорошо очерченную
плазмолемму, умеренно базофильное ядро, насыщенное эухроматином,
светлую цитоплазму с мелкодисперсной зернистостью, другие клетки - с
более базофильной цитоплазмой и выражено базофильным ядром.
Наряду с этим в отдельных участках пучковой зоны отмечается
массовая деградация клеток, проявляющаяся в лизисе или кариорексисе ядра,
аутолизе
органелл,
фрагментации
плазмолеммы.
Появление
между
эпителиальными тяжами пучковой зоны участков некротизирующихся
кортикальных эндокриноцитов ряд авторов (Бузуева И.И. и др., 2010;
Корочкина Е.А., 2013; Walker C.-D., Anand K.J.S., Plotsky P. M., 2011)
связывают со срывом адаптации (переутомлением клеточных элементов на
фоне гиперфункции коры). В участках деградации дифференциация на
светлые и темные эндокриноциты не выражена, редко встречаются и
двуядерные клетки. Полиморфизм клеток пучковой зоны надпочечников при
114
развитии стресс-реакции у других животных отмечали Е.И. Кириллов (1994),
Ю.В. Нестеров и др. (2012).
Формирующийся на месте деградирующих эндокриноцитов пучковой
зоны участок детрита подвергается элиминации клетками макрофагического
ряда, в результате чего возникают обширные полости. Разветвляющиеся
соединительнотканные трабекулы утолщены, пре- и капилляры в них
расширены с периваскулярными отёками и эритроцитарными стазами, что
согласуется с данными ряда авторов (Наумова Л.И., Родзаевская Е.Б., Полина
Ю.В., 2007; Бузуева И.И. и др., 2010; Корочкина Е.А., 2013; Sabban E. L.,
2009).
Сетчатая
зона
в целом достоверно
уменьшена в 1,49 раза,
располагается участками сферической или полигональной формы. Однако
средние диаметры эпителиоцитов и их ядер существенно увеличены в 1,17 и
1,74 раза соответственно. Гетерогенность эндокриноцитов нарастает: одни
подвергаются деградации, другие – гипертрофированы. Переплетающиеся
тяжи
эндокриноцитов
окружены
мощными
соединительнотканными
трабекулами с плотной сетью сосудов ГМЦР. На сгущение капиллярной
решетки в сетчатой зоне при стресс-реакции у других животных также
указывали ряд авторов (Иванова И.К. и др., 2009; Корочкина Е.А., 2013;
Vinson G. P. et al., 2007; Walker C.-D., Anand K.J.S., Plotsky P. M., 2011).
На границе сетчатой и мозговой зон надпочечника у крольчих
особенно
заметно
участками
разрастание
соединительной
ткани
и
расширение микрососудов, с признаками гемостазов, что противоречит
данным ряда авторов (Наумова Л.И., Родзаевская Е.Б., Полина Ю.В., 2007;
Бузуева И.И. и др., 2010; Vinson G. P. et al., 2007; Sabban E. L., 2009), которые
отмечали то, что при длительном стрессе границы перехода одной зоны
надпочечника в другую становятся трудно различимыми, особенно между
корковым и мозговым веществами.
Реактивность
паренхиматозно-стромального
компонента
надпочечников у крольчих при стрессе выразилась морфофункциональным
115
комплексом: истончением соединительнотканной капсулы, фиброзированием
соединительнотканной стромы в сетчатой и клубочковой зонах, нарастанием
гетерогенности кортикоцитов, особенно в сетчатой зоне, делипидизацией их
цитоплазмы,
гиперплазией
адреноцитов,
нарушением
гемодинамики
(полнокровие, сладж эритроцитов, стаз), апоптозом эндокриноцитов и их
элиминацией макрофагами. Гиперплазия базофильных субкапсулярных
клеток, эндомитозы с формированием двухядерных эндокриноцитов,
являются
выражением
стрессогенно
обусловленного
регенераторного
потенциала.
Выявлены
закономерности
гиперпластических
реакций
адренокортикоцитов, ремоделирования коркового вещества и адреналовой
зоны
надпочечника,
диспропорциональным
выражающиеся,
характером
изменений
главным
образом,
ширины
структурно-
функциональных зон коры. Особенности атрофии коркового вещества
надпочечника у крольчих в 1,58 раза (относительно контроля) реализуются за
счет уменьшения ширины пучковой и сетчатой зон, но сопровождаются
увеличением ширины клубочковой зоны. Наращивание площади мозгового
вещества более чем в три раза (относительно контроля) происходит за счёт
увеличения хромаффинных клеток и их ядер, проникновения тяжей
гландулоцитов в сетчатую и пучковую зоны коры. Местами выявляется
врастание тяжей эпителиоцитов сетчатой зоны в медулу.
При малоинтенсивном артериальном притоке в сетчатую зону и
мозговое вещество осуществляется синхронная экструзия андрогенов и
катехоламинов их эндокриноцитами. Аналогично умеренный артериальный
приток инициирует процесс малоинтенсивной экструзии минерало- и
глюкокортикоидов
эндокриноцитами
клубочковой
и
пучковой
зон.
Изменение ультраструктуры адренокортикоцитов при уменьшении резервов
предшественников
синтеза
кортикостероидов
характеризует
развитие
стойкого адаптивно-компенсаторного фенотипа клеток коры и медулы
надпочечников.
116
Десинхроноз в цитофизиологии эндокриноцитов коркового и мозгового
вещества
надпочечника
при
стрессе
проявляется
в
преобладании
достоверных положительных взаимосвязей, при этом на фоне слабого
кровотока
осуществляется
синхронная
экструзия
катехоламинов
эндокриноцитами мозгового вещества и андрогенов эндокриноцитами
сетчатой зоны коркового вещества.
Аналогично синхронизирован процесс малоинтенсивной экструзии
минералокортикоидов
и
ещё
слабее
выраженной
экструзии
глюкокортикоидов (кортизола) эндокриноцитами клубочковой и пучковой
зон, что характеризует их как клетки с морфологическими признаками
существенного истощения и деструкции, находящимися на пределе
реализации адаптационной пластичности.
Клиническое состояние крольчих на фоне воздействия препарата
«Лигфол» на 14 сутки развития стресс-реакции характеризовалось
активностью, умеренным
аппетитом, ровным шерстным покровом,
температурой тела в пределах нормы, при этом масса тела повысилась на
3,4%, тогда как при стресс-реакции она снизилась на 2,4%. Масса левого
надпочечника у крольчих, увеличилась на 1,2%, что в 5,9 раза меньше, чем
при стрессе. Масса правого надпочечника в стрессе увеличилась на 4,4%,
а на фоне воздействия препарата «Лигфол» уменьшается на 0,4%. Объемы
левого и правого надпочечника крольчих в состоянии стресс-реакции на
фоне препарата «Лигфол» возрастают на 9 и 8,3%, что в 2 раза меньше, чем
при стрессе.
По результатам иммуноферментного анализа уровень кортизола в
сыворотке крови крольчих понижался на 80,1% (в 5,0 раз) (p≤0,001)
относительно стресса, а в сравнении с уровнем контрольных значений –
был выше на 9,0%. Концентрация прогестерона возрастала на 31,6% (в 1,3
раза) (p≤0,001) относительно стресса, а сравнительно с контрольными
значениями была ниже на 18,3% (в 1,2 раза). Концентрация ДГЭА-С в
117
сыворотке крови крольчих повышалась на 72,7% (в 1,7раза) (p≤0,01)
относительно стресса, но была ниже на 5,0% контрольных значений.
Гематологические
и
биохимические
показатели
неполовозрелых
крольчих на 14 сутки стресса при воздействии препарата «Лигфол»
приближались к референсным значениям, что согласуется с данными B.C.
Бузламы (2005). Уровень внутриклеточных ферментов АсАТ был ниже на
7,04 , АлАТ – на 26,1%, показатель коэффициента Де Ритиса увеличился в 1,3
раза, относительно стресса, что свидетельствует о нормализации процессов
метаболизма в печени и согласуется с данными B.C. Бузламы (2005), Л.В.
Карпуниной (2010); А.В. Севрюкова (2014), но противоречит результатам
исследований Т.Я. Вишневской (2012).
Реактивные
изменения
надпочечников
выразились
характерным
соотношением ширины их коркового вещества к мозговому как 2,3:1, и
процентным
соотношением
структурно-функциональных
зон
коры:
клубочковой, пучковой и сетчатой как 13:60:27, что отчасти характеризует
адаптогенный
эффект
воздействия
препарата
«Лигфол»
при
экспериментальном стрессе, что подтверждает результаты исследования И.И.
Кошина (2003).
Клубочковая зона коркового вещества в 1,46 раза мощнее, чем таковая
при стрессе. Целостность клубочков на 80% этой зоны надпочечника
сохранена. Гландулоциты крупные, с просветленной, слабо базофильной
цитоплазмой, насыщенной мелкодисперсной зернистостью и светлым ядром
с преобладанием эухроматина, что является морфологическими признаками
их секреторной активности. Местами под капсулой видны скопления мелких,
базофильных, малодифференцированных клеток. На ограниченной площади
этой зоны клубочки деформированы за счет выраженной наполненности
сосудов.
Отдельные
клубочки
капсулированы
мощными
пучками
коллагеновых волокон.
118
В
других
участках
надпочечника
ширина
клубочковой
зоны
компенсаторно увеличена, клубочки хорошо выражены, микрососуды
существенно расширены с признаками гемостазов.
По всему объему коркового вещества пучковая зона неоднородна, её
ширина в 1,13 раза больше, чем при стрессе, что согласуется с данными A.M.
Берковича, B.C. Бузламы (2004). На 50% ее площади структура сохранена,
местами она вытесняет клубочковую зону и распространяется до капсулы.
Тяжи эндокриноцитов имеют характерную архитектонику, хорошо выражена
дифференцировка на крупные светлые и мелкие темные гландулоциты.
Последние с умеренно базофильными ядрами и выраженной пылевидной
зернистостью цитоплазмы.
За счет существенного расширения микрососудов пучковой зоны
местами с признаками гемостазов и периваскулярными отеками отмечается
уплотнение
пучков,
часть
эпителиоцитов
в
них
оказываются
деформированными, заметно преобладание мелких темных гландулоцитов с
ядром, насыщенным гетерохроматином и базофильной цитоплазмой с
мелкодисперсной зернистостью. Если ближе к клубочковой зоне крупные
эндокриноциты с умеренно базофильным ядром и светлой цитоплазмой
встречаются относительно редко, то в участках пучковой зоны, где
деградация не выявляется, они преобладают. В гипертрофированной части
пучковой зоны преобладающие эпителиоциты имеют четко выраженную
плазмалемму, умеренно базофильные ядра, базофильную цитоплазму с
пылевидной зернистостью.
Ширина сетчатой зоны в среднем в 1,76 раза больше, чем при стрессе,
местами визуализируется её четкое обособление соединительнотканной
перегородкой
от
мозгового
вещества.
Хаотически
расположенные
эпителиальные тяжи в основном содержат клетки средних размеров, с
темной цитоплазмой, насыщенной пылевидными гранулами. Крупные
эндокриноциты со светлой цитоплазмой и умеренно базофильным ядром
119
встречаются реже, и, главным образом в участках, прилежащих к границе с
мозговым веществом.
Топография сетчатой зоны и мозгового вещества нарушена таким
образом, что часть эпителиальных тяжей сетчатой зоны заполняет
центральную часть надпочечника, при этом тяжи хромаффинных клеток
вытеснены в корковое вещество и часто доходят до его клубочковой зоны.
В отдельных участках сетчатой зоны коры, имеющей островковую
архитектонику, визуализируются тяжи или скопления хромаффинных клеток,
обособленных соединительнотканной капсулой. Среди них встречаются
группы клеток с лизированными ядрами.
Воздействие
препарата
«Лигфол»
обеспечивает
сохранение
целостности эндокриноцитов на 80‒90% площади клубочковой зоны, в ней
преобладают крупные светлые клетки с признаками секреторной активности.
В пучковой зоне на 50% площади отмечено сохранение структуры
гландулоцитов, а в сетчатой ‒ на 90% площади эпителиальные тяжи имеют
характерную архитектонику. Мелкие базофильные эндокриноциты в тяжах
пучковой зоны составляют 70%, а в сетчатой ‒ 80%.
В зоне мозгового вещества микрососуды, особенно венулы, расширены
без признаков гемостаза. В тяжах хромаффинных клеток 85% составляют
крупные светлые эндокриноциты, темные клетки группами встречаются на
периферии зоны.
При
воздействии
препарата
«Лигфол»
в
течение
14
суток
развивающейся стресс-реакции значительные структурно-функциональные
изменения в надпочечниках крольчих не выражены, кортикоциты и мозговые
эндокриноциты не испытывают дефицита пластических материалов, как при
стрессе,
что
создаёт
компенсаторных
условия
возможностей,
для
реализации
сохранения
ими
адаптационно-
взаимосвязей
структур
гормонэпителиального комплекса и системы обеспечения, особенно в
клубочковой и сетчатой зонах, и в меньшей степени ‒ в пучковой зоне и
мозговом веществе.
120
Ритмичный характер функционирования структур паренхиматозного и
сосудистого компонентов коркового и мозгового вещества надпочечника у
крольчих на фоне воздействия препарата «Лигфол» при индуцированном
стрессе обеспечивает более раннюю экструзию в интраорганное сосудистое
русло глюкокортикоидов (кортизола) эндокриноцитами пучковой зоны, затем
экструзию катехоламинов эндокриноцитами мозгового вещества и только
потом ‒ экструзию минералокортикоидов и андрогенов эндокриноцитами
клубочковой и сетчатой зон.
5. ПРАКТИЧЕСКИЕ РЕКОМЕНДАЦИИ
1.Полученные данные восполняют сведения в области функциональной
и
клинической
морфологии
эндокринных
использовать в учебном процессе
желёз.
Их
целесообразно
на биологических, зооветеринарных
факультетах высших учебных заведений; при написании соответствующих
разделов руководств, учебников, монографий по морфологии желёз
внутренней секреции животных.
2.Результаты
исследований
могут
являться
базовыми
для
экспериментальной и функциональной морфологии органов внутренней
секреции в вопросах оценки
структурно-функционального состояния
адреналовых желёз в норме и механизме адаптивного ремоделирования их
структур в условиях воздействия экзогенных факторов.
Полученные результаты используются в учебном и научном процессах
морфологических кафедр шести вузов РФ.
Результаты исследования внедрены в КФХ «Зобнин» Кваркенского
района Оренбургской области (акт внедрения от 28 августа 2013 г).
Выявленные
морфофункциональные
изменения
надпочечников
кроликов при стрессе и в условиях его коррекции препаратом «Лигфол»
могут быть использованы:
121
- на ветеринарных, биологических, биотехнологических факультетах высших
учебных заведений для подготовки специалистов;
- при написании соответствующих разделов руководств, учебников,
монографий по морфофизиологии адреналовых желёз кроликов и их
пластичности в условиях стресса и его коррекции;
- в лабораториях, НИИ, занимающихся разработкой теории органогенеза,
проблемами
экспериментальной
эндокринных
желез,
влияния
и
функциональной
адаптогенов
и
морфологии
стресс-корректоров
на
морфофизиологию надпочечников.
Предложены морфологические критерии топографии, синтопии, источников
экстраорганной
васкуляризации,
цито-
и
гистологической
оценки
надпочечников с целью диагностики заболеваний органа.
Рекомендуются
для
промышленного
кролиководства:
«Морфологические основы динамики реактивных свойств адреналовой
железы в условиях стресса и его коррекции препаратом «Лигфол»,
позволяющие увеличить выживаемость, адаптационные характеристики
неполовозрелых крольчих, в условиях их транспортировки в летний период с
нарушениями плотности посадки.
122
Выводы
1. Надпочечники трёхмесячных крольчих – парные, уплощённоовальной (правая) и округлой формы (левая), бело-желтого цвета. Правая
железа располагается в пределах 12-13 грудных позвонков, краниомедиально на расстоянии 10 мм от почки, а левая – в пределах 1-2
поясничных позвонков, медиально на расстоянии 5-8 мм от переднего
полюса почки в почечном жировом депо, вблизи левой стенки брюшной
аорты и рядом с почечной артерией.
2. Ангиоархитектоника надпочечников осуществляется артериями, в
60% случаев, отходящими от почечных, в 30-35% – от краниальной брюшной
артерии и в 5-8% – от первой или второй поясничных артерий. Надпочечные
артерии правой и левой желёз образуют капсулярную и кортикальную сети,
их концевые ветви (прекапилляры) через внутреннюю капсулу проходят в
составе трабекул в мозговую зону надпочечника, где образуют сеть
капилляров и посткапиллярных венул, последние сливаясь, образуют
надпочечную вену, которая открывается в краниальную брюшную вену.
3. У крольчих выражена правосторонняя асимметрия надпочечников.
Гематологические, биохимические показатели, гормональный фон, а также
гистофизиология паренхимы, системы обеспечения желёз обусловлены
секреторной ритмикой эндокриноцитов и поочерёдной экструзией гормонов
эпителиоцитами клубочковой и сетчатой зон, а затем пучковой и мозговой,
что характерно для надпочечников в норме.
4. На 14-е сутки развития стресс-реакции проявляются: увеличение
массы и линейных показателей желёз, относительно контроля, левосторонняя
асимметрия органа. Закономерности ремоделирования коркового вещества и
адреналовой
зоны
надпочечников
выразились
структурно-функциональных
зон
клубочковой,
сетчатой
пучковой
и
коры,
зон.
изменением
процентного
Существенно
ширины
соотношения
возрастают
сывороточные концентрации кортизола – в 5,5 раза (р≤0,05), но достоверно
снижались концентрации дегидроэпиандростерон-сульфата – в 1,8 (р≤0,05),
123
прогестерона – в 1,45 раза (р≤0,05). Гематобиохимический профиль
характеризуется:
гипопротеинемии,
гипохромной
эритропенией,
гипергликемией,
повышением
лейкоцитопенией,
уровней
клеточных
трансаминаз.
пластичность
5.Адаптационная
паренхиматозно-стромального
компонента надпочечников при стресс-реакции проявилась: гиперплазией
субкапсулярных
клеток
(стрессогенного
регенераторного
потенциала),
локальным ангиогенезом, обусловливающим дистопию тканевых элементов
зон, дистрофией стромы, вследствии нарушений гемомикроциркуляции,
дегенерацией, аппоптозом эндокриноцитов коркового и мозгового вещества.
6.При воздействии стресс-факторов асинхронность перфузии коркового
и
мозгового
вещества
цитофизиологии
их
надпочечников
предопределяет
гормон-секретирующих
вариативность
комплексов.
Завершение
секреторных циклов в мозговой и сетчатой зонах, гетерохронное их течение в
эндокриноцитах клубочковой и пучковой зон, активизирует инкрецию
гормонов.
7. На 14 сутки воздействия препарата «Лигфол» при развитии стрессреакции у крольчих динамике массы и линейных показателей надпочечников
присуща левосторонняя асимметрия. Морфофункциональное изменение
тканей надпочечников выразилось характерным соотношением структурнофункциональных зон коры. При снижении сывороточной концентрации
кортизола на 80,1% (p≤0,05), повышалось содержание прогестерона на 31,6%
(p≤0,05), дегидроэпиандростерон-сульфата – на 72,7% (p≤0,05), относительно
стресса.
Гематологические
и
биохимические
показатели
крольчих
приближались к референсным значениям нормы. Адаптогенный эффект
препарата «Лигфол» выражается купированием стрессогенных изменений в
кортикоцитах и мозговых эндокриноцитах надпочечников, что позволяет
реализовать адаптационно-компенсаторный потенциал организма.
124
БИБЛИОГРАФИЧЕСКИЙ СПИСОК
1. Абрамова, Л.Л. Морфофизиология адреналовой железы при сочетанном
воздействии термического и иммобилизационного стрессов. / Абрамова,
Л.Л., А.И. Мухаметов // Известия Оренбургского государственного
аграрного университета.− 2013. − № 6− (44). С. 212−214.
2. Автандилов, Г.Г. Медицинская морфометрия / Г.Г. Автандилов − М.:
Издательство «Медицина», 1990. − 382 с.
3. Автандилов, Г.Г. Основы количественной патологической анатомии. М.:
Издательство «Медицина», 2002. − 240 с.
4. Агарков, Г.Б. Функциональная морфология эндокринных желез морских
млекопитающих. / Г.Б. Агарков, О.В. Нечаева, Б.Г. Хоменко − Киев:
Наукова Думка, 1987. − 121 с.
5. Агарков, Г.Б. Эволюция и адаптация нервного аппарата надпочечных
желез позвоночных / Г.Б. Агарков. − Киев: Наукова Думка, 1983. − 135с.
6. Азарных, Т.Д. Стрессы и темперамент /Т.Д.Азарных //Академический
журнал Западной Сибири. − 2012. − № 4. − С. 22−22.
7. Акмаев, И.Г. Нейро-иммунно-эндокринные взаимодействия: их роль в
дисрегуляторной патологии / И.Г. Акмаев // Патол. физиология. − 2001.
−№ 4. − С. 3−10.
8. Алексеев, В.В. Морфогенез надпочечных желез у свиней-боровков в
моделируемых условиях / В.В. Алексеев, И.Ю. Арестова // Современные
проблемы науки и образования. − 2012. − № 6. − С. 553−553.
9. Алексеев, В.В. Морфофизиологический статус хряков, содержащихся в
условиях назначения биопрепаратов нового поколения / В.В. Алексеев,
И.Ю. Арестова − М.: Спутник+, 2010. − 96 с.
10.Алешкина, А.Я. Фармакологические свойства аралии манчжурской / А.Я.
Алешкина // Лекарственные средства из растений. − М., 1962. − С.
258−263.
11.Анатомия собаки и кошки / пер. с нем. Е. Болдырева, И. Кравец. − М.:
«АКВАРИУМ БУК», 2003. − 580 с.
125
12.Антипин,
И.А.
Морфофункциональные
особенности
органов
эндокринной системы у северного оленя Европейского Севера России /
И.А. Антипин // Сб. науч. тр. − Архангельск, 1999. − С. 12−68.
13. Антипин, И.А. Морфофункциональные особенности строения органов
эндокринной системы у северных оленей о. Вайгач летом / И.А. Антипин
// матер. Коми респ. науч. конф. молод. учёных. − Сыктывкар, 1997. − С.
85−86.
14.Антонов, A.Л. О влиянии условий зимы на некоторые показатели
адренокортикальной функции изюбря Cervus elaphus (Artiodactyla,
Cerylclae) / A.Л. Антонов // Зоол. журнал. 1998. Т.77. №5. − С.619−621.
15. Ардашев, А.А. Функциональная активность надпочечников копытного
лемминга в зависимости от сезона и плотности популяции
/ А.А.
Ардашев, A.Л. Горбачев // Механизмы регуляции численности леммингов
и полевок на Крайнем Севере. − Владивосток, 1980. − С. 3−8.
16.Арестова, И.Ю. Влияние биопрепаратов на морфометрические параметры
эндокринных желез продуктивных животных / И.Ю. Арестова, В.В.
Алексеев // Достижения науки и техники АПК. − 2012. − № 11. − С.
60−63.
17.Артишевский, А.А. Надпочечные железы (строение, функция, развитие) /
А.А. Артишевский. − Минск: «Беларусь», 1974. − 128 с.
18.Артишевский, А.А. К вопросу о развитии коры надпочечников человека в
эмбриональном периоде /
А.А. Артишевский //
Труды научной
конференции, посвящ. памяти заслуженного деятеля науки проф. Г.М.
Иосифова. − Воронеж, 1965. − С. 466−469.
19.Атагимов, М.З. Гистологические корреляции развития фетальной коры
надпочечника и гипофиза у плодов крупного рогатого скота / М.З.
Атагимов // Актуал. проблемы ветеринарии: сб. науч. тр. – СПб, − 1994. −
№ 121. − С. 19−22.
126
20.Атагимов,
М.З.
Гистофизиология
эндокринной
системы
плодов
млекопитающих // Мат. межвуз. науч. конф. с международным участием /
М.З. Атагимов. − Махачкала, 2007. − С. 12−14.
21.Атагимов,
М.З. Морфогенез фетальной коры надпочечника плодов
свиньи с развитием и в связи аденогипофиза / М.З. Атагимов // Архив
АГЭ. − Л., 1973. − Т. 65. № 9. − С. 34−39.
22.Аубакиров, Т.И. К сезонным изменениям веса и микроморфологии
щитовидной железы, а также аденогипофиза и коры надпочечников у
сайгаков / Т.И. Аубакиров //Известия АН Каз. ССР. Сер. биол. − 1977. −
№6. − С.58−64.
23.Аубакиров, Т.И. Сезонные и возрастные изменения эндокринных желез у
сайгака (Saigatatiarica) / Т.И.Аубакиров, Р.Ф. Арасланов, Л.Н. Прус //
Зоол. журнал. − 1979. − №10. − С.1543−1551.
24.Афанасьева, И.А. Характеристика весовых параметров надпочечников коз
новой горно-алтайской пуховой породы. / И.А. Афанасьева // Актуальные
проблемы ветеринарии: Матер. Межд. конф.
− Барнаул, 1995. −
С.
надпочечников
коз
147−148.
25.Афанасьева,
И.А.
Эндокринная
функция
горноалтайской породы в возрастном аспекте / И.А. Афанасьева, И.Ю.
Попова // Вестник Алтайского государственного аграрного университета.
− 2001. − №3. − С. 27−29.
26.Аюшиева, С.Р. Влияние сухого экстракта cacalia hastata l. и фитопленки
«хастаплен» на антиоксидантную систему организма белых крыс при
хроническом иммобилизационном стрессе / С.Р. Аюшиева, Я.Г. Разуваева,
К.С.Лоншакова [и др.] // Бюллетень Восточно-Сибирского научного
центра СО РАМН. − 2008. − № 3. − С. 35−35.
27.Аяпова, Х.О. К сравнительной гистохимии надпочечников некоторых
представителей млекопитающих / Х.О. Аяпова // Актуальные проблемы
современной биологии. – Алма-Ата, 1991. − С. 69−69.
127
28.Бажанова,
Е.Д.
Гипоталамическая
регуляция
функции
коры
надпочечников у старых и молодых крыс / Е.Д. Бажанова, Е.В
Черниговская, О.А. Данилова // Журн. эволюц. биохимии и физиологии. −
1998. − Т. 34, № 2. − С. 233−239.
29.Бажанова, Е.Д. Участие интерферон-альфа в регуляции апоптоза клеток
гипоталамо-гипофизарно-адренокортикальной системы старых крыс при
оксидативном стрессе / Е.Д. Бажанова, Д.Л. Теплый // Морфология. −
2004. − №1. − С. 23−27.
30.Банин, В.В. Механизмы обмена внутренней среды / В.В. Банин. − М.:
РГМУ, 2000. − 278 с.
31.Барнаулов, О.Д. Женьшень и другие адаптогены / О.Д. Барнаулов. − СПб.:
ЭЛБИ, 2001. − 138 с.
32.Барнаулов,
О.Д.
Стресс-лимитирующие
свойства
классических
фитоадаптогенов / О.Д. Барнаулов, Т.В. Осипова. // Обзоры по
клинической фармакологии и лекарственной терапии. − 2012. − Т. 10. №
3. − С. 40−49.
33.Барнаулов, О.Д. Фармакологические свойства настойки листьев Panax
ginseng C.F. Mey. / О.Д. Барнаулов, М.Л. Поспелова, С.О. Барнаулова [и
др.] // Растительные ресурсы. − 1983. − Т. 19. Вып. 3. − С. 297−307.
34.Барнаулов, О.Д., Сравнительная оценка влияния препаратов классических
адаптогенов
и
цветков
лабазника
вязолистного
на
нарушенное
исследовательское поведение мышей / О.Д. Барнаулов, М.Л. Поспелова. //
Психофармакология и биологическая наркология. − 2006. − Т. 6. № 1−2. −
С. 1232−1238.
35.Башилов, А.В. Антиоксидант / А.В. Башилов, Е.В. Спиридович, В.Н.
Решетников // Патент Респ. Беларусь № 15671. 2010.
36.Башилов, А.В. Применение Filipendula Ulmaria (L.) Maxim. в рамках
учения об адаптогенах / А.В. Башилов // Вестник Витебского
государственного медицинского университета. − 2012. − Т. 11. № 4. − С.
86−90.
128
37.Башилов, А.В. Способ получения фитокомпозиции на основе таволги
вязолистной / А.В. Башилов, С.В. Великий, Е.В. Спиридович // Патент
Республики Беларусь № МПК A23F3/34. 2012.
38.Безруков,
В.В.
Морфофункциональные
особенности
реактивности
надпочечников крыс раннего возраста / В.В. Безруков, В.М. Шапошников
// Архив АГЭ. − 1987. − Т.72. Вып.11. − С.76−80.
39.Безруков, Н.И. О возрастных и сезонных изменениях надпочечников
двугорбого верблюда / Н.И. Безруков, Л.Н. Кожевникова // Биол. науки. −
1971. − № 1. − С. 50−53.
40.Бекман, Э.М. Оценка устойчивости к оксидативному стрессу плазмы
крови
по
уровню
окисляемости
белков
и
липидов
при
металлкатализируемом окислении / Э.М. Бекман, О.А. Баранова, Е.В.
Губарева [и др.] // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. −
2006. − Т. 142. № 9. − С. 268−272.
41.Боброва, Г.Е. Надпочечные железы кошки и их кровоснабжение. Общие
закономерности
сосудистой
морфогенеза
системы)
/
и
регенерации
Г.Е.
Боброва
(актуальные
//
вопросы
Республиканский
межведомственный сборник. − Киев: «Здоровье», 1970. Вып. 2. − С.
175−180.
42.Бондырева, Л.А. К вопросу о развитии надпочечных желез маралов в
предплодный период / Л.А. Бондырева // Молодые ученые сельскому
хозяйству Алтая: сб. науч. тр. − Барнаул: Изд-во АГАУ, 2006. − С. 75−77.
43.Бузлама, B.C. Лигфол антистрессовый препарат для норок / B.C. Бузлама
// Ветеринарная патология. − 2005. − №1. − С. 110− 112.
44. Бузуева, И.И. Влияние хронического стресса на структуру надпочечника
крыс
гипертензивной
линии
нисаг после
превентивного
лечения
теразозином / И.И. Бузуева, Е.Е. Филюшина, М.Д. Шмерлинг [и др.] //
Бюллетень Сибирского отделения Российской академии медицинских
наук. − 2010. − Т. 30. № 4. − С. 56−61.
129
45.Быков, В.Л. Частная гистология человека / В.Л. Быков. − СПб.: «Сотис»,
1997. − 160 с.
46.Валишин.
Д.В.
Микроскопическое
и
электронно-микроскопическое
строение надпочечников овец / Д.В. Валишин // «Актуальные вопросы
профилактики и лечения болезней с.-х. животных»: тез. всесоюз. Научтехн. конф. молодых ученых. − М., 1985. − С.23−26.
47.Вишневская,
Т.Я.
Оценка
эффективности
применения
препаратов
Ронколейкина® и Гамавита кроликам при стрессе на основании
исследования показателей крови / Т.Я. Вишневская, Л.Л. Абрамова //
Известия Оренбургского государственного аграрного университета. −
2012. − Т. 2. № 34−1. − С. 238−240.
48. Вишневская, Т.Я. Анализ гематологических показателей у кроликов в
условиях стресса и его иммунокоррекции / Т.Я. Вишневская // Материалы
Всероссийской научно-практической конференции «Инновационному
развитию АПК и аграрному образованию – научное обеспечение».
ФГБОУ ВПО Ижевская ГСХА. – Ижевск, 2012. – Т. ΙΙ. – С. 10−15.
49.Волкова, О.В. Эмбриогенез и возрастная гистология внутренних органов
человека / О.В. Волкова, М.И. Пекарский // − Москва: Медицина, 1976. −
415 с.
50.Вракин,
В.Ф. Морфология сельскохозяйственных животных / В.Ф.
Вракин, М.В. Сидорова // Анатомия с основами цитологии, эмбриологии и
гистологии. − М.: Агропромиздат, 1991. − 528 с.
51.Вылегжанина,
Т.А.
Морфофункциональная
характеристика
метаболических процессов в коре надпочечников в раннем постнатальном
онтогенезе: Актуальные проблемы морфологии. / Т.А. Вылегжанина //
Материалы медунар. науч.-практ. конф., посвящ. 85-летию БГМУ: под
ред. П.Г. Пивченко. Мн.: БГМУ, 2006. − С. 39−40.
52.Гальцова, З.В. О возрастной анатомии сосудистой системы надпочечников
/ З.В. Гальцова // Вопросы анатомии сосудистой системы ребенка и
взрослого. − Л., 1958. − С. 357−365.
130
53.Гончаров, Н.Д. Гормональная функция надпочечных желез у человека и
обезьян при гемобластозах и в процессе старения / Н.Д. Гончаров // Бюлл.
эксперим. биол. и мед. − 1997. − №8. − С. 207−210.
54.Гончаров, Н.П. Изучение гормональной функции надпочечников и
половых желез в опытах на обезьянах / Н.П. Гончаров, Г.В. Кация, A.B.
Антоничев [и др.] // Вестн. АМН СССР. − 1977. − Т. 8. − С. 13−20.
55.Горбачев,
A.Л.
Возрастные
и
половые
особенности
морфологии
надпочечников северного оленя / A.Л. Горбачев // Сельскохозяйственная
биология. − 1991. − №4. − С. 108−116.
56.Горбачев, A.Л. Гистологический и ультраструктурный анализ коры
надпочечников копытного лемминга о. Врангеля / A.Л. Горбачев, А.В.
Ткачев // Архив АГЭ. − 1981. Т.81. − Вып.7. − С.87−94.
57.Гордиенко, В.М. Ультраструктура желез эндокринной системы / В.М.
Гордиенко, В.Г. Козырицкий. − Киев: Здоровье, 1978. − 288 с.
58.Горобец, В.А. Стресс и его коррекция у животных: учебное пособие /
В.А. Горобец, И.И. Некрасова, О.Г. Сапожникова. − Ставрополь: «ООО
Респект», 2011. − 52 с.
59.Гумен, А.В. Цитотоксическая активность натуральных киллерных клеток
селезенки
крыс
при
стрессе
и
ее
коррекция
короткими
иммуномодулирующими пептидами / А.В. Гумен, С.Н. Шанин, И.А.
Козинец [и др.] // Цитокины и воспаление. − 2006. − Т. 5. № 2. − С. 37−41.
60.Дедов, И.И. Биоритмы гормонов / И.И. Дедов, В.И. Дедов. − М.: Медина,
1992. − 256 с.
61.Дедов, И.И. Надпочечниковая недостаточность (этиология, патогенез,
клиника, диагностика, лечение) / И.И. Дедов, Е.И. Марова, В.В. Вакс //
Методическое пособие для врачей. − М.: Медицина, 2000. − 57 с.
62.Дедов, И.И. Недостаточность надпочечников. / И.И. Дедов, В.В. Фадеев,
Г.А. Мельниченко. − М.: Знание, 2002. − 320 с.
63.Дедов, И.И. Эндокринология / И.И. Дедов, Г.А. Мельниченко, В.В.
Фадеев. − М.: ГЭОТАР−Медиа, 2007. − 432 с.
131
64.Деев, Н.Г. Гистологическое строение надпочечников маралов / Н.Г. Деев,
Н.Д. Овчаренко, О.Г. Сидорова //Вестник алтайской науки. − Барнаул,
2001. − Вып. 1.4.2. − С.42−43.
65.Дергачев, А.И. Ультразвуковая диагностика при заболевании почек и
надпочечников / А.И. Дергачев. − М.: Триада-Х, 2003. − 136 с.
66.Дигурова, И.И. Исследования электро-реологических свойств крови при
иммобилизационном стрессе у крыс / И.И. Дигурова, А.Г. Гущин, Ю.В.
Карева
//
Вестник
Красноярского
государственного
аграрного
университета. − 2007. − № 6. − С. 160−164.
67.Дигурова, И.И. Оценка адаптационных возможностей с помощью макрои микрореологических показателей крови при экспериментальном стрессе
у крыс / И.И. Дигурова // Вестник Красноярского государственного
аграрного университета. − 2009. − № 6. − С. 102−105.
68.Дмитриев, В.Б. Функциональная активность надпочечников
и ее
взаимосвязь с генотипом / В.Б. Дмитриев, Г.Г. Герасимова, В.С. Фадеев и
[др.] // Совершенствование методов селекции и воспроизводства мясного
скота: сб. науч. тр. ВНИИМС. − Оренбург, 1988. − С. 55−61.
69.Донченко, О.А. Особенности применения адаптогенов при наличии и
отсутствии стресс-факторов у животных и птиц / О.А. Донченко, Н.А.
Донченко,
В.Ю.
Коптев
[и
др.]
//
Сибирский
вестник
сельскохозяйственной науки. − 2013. − № 3. − С. 95−100.
70.Доровских , В.А. Адаптогены и холодовой стресс: вчера, сегодня, завтра /
В.А. Доровских, Н.П. Красавина, Н.В. Симонова [и др.]. − Благовещенск:
Даль−ГАУ, 2006. − 214 с.
71.Доровских,
В.А.
Способ
и
устройство
для
экспериментального
моделирования активации процессов перекисного окисления липидов
биологических мембран / В.А. Доровских, Н.В. Симонова // Патент
России №2348079. 2007, Бюлетень №38.
72.Дремза, Я.К. Регионарные изменения газотранспортной функции и
прооксидантноантиоксидантного баланса портальной крови при остром
132
стрессе / Я.К. Дремза // Журнал Гродненского государственного
медицинского университета. − 2006. − № 3. − С. 42−45.
73.Држевецкая, И.А. Основы физиологии обмена веществ и эндокринной
системы / И.А. Држевецкая. − М.: Высш. школа, 1994. − 256 с.
74.Држевецкая, И.А. Эндокринная система растущего организма: учеб.
пособие для биол. спец. вузов / И.А. Држевецкая. − М.: Высш. шк., 1987. −
207 с.
75.Елисеева,
В.Г. Гистология / В.Г. Елисеева, Ю.И. Афанасьева, Н.А.
Юрина. − М.: Медицина, 1983. − С. 398−404.
76.Забродин, О.Н. Концепция Н.В. Лазарева об адаптогенах в аспекте учения
о
нервной
трофике
/
О.Н.
Забродин
//
Психофармакология
и
биологическая наркология. − 2005. − Т. 5. № 4. − С. 1108−1112.
77.Зеленевский, Н.В. Анатомия собаки / Н.В. Зеленевский. − СПб.: Право и
управление, 1997. − 340 с.
78.Зинчук,
В.В.
Формирования
NO-зависимых
механизмы
кислородсвязывающих свойств крови при окислительном стрессе / В.В.
Зинчук,
А.Н.
Глебов
//
Журнал
Гродненского
государственного
медицинского университета. − 2007. − № 1. − С. 139−142.
79.Зыкова, И.Д. Компонентный состав эфирного масла из соцветий
Filipendula ulmaria (L.) Maxim. в фазах цветения и плодоношения / И.Д.
Зыкова, А.А. Ефремов // Химия растительного сырья. − 2011. − № 1. − С.
133−136.
80.Ибатуллин, И.А. Функциональное значение левой надпочечниковой вены
и вен половых желез / И.А. Ибатуллин, В.К. Ларин, Ю.В. Кузнецов // Арх.
АГЭ. − 1986. − №12. − С. 25−36.
81.Иванова, И.К. Влияние иммобилизационного стресса на гистологическую
структуру надпочечников белых крыс / И.К. Иванова, К.С. Лоншакова,
Л.Н. Шантанова // Бюллетень Восточно-Сибирского научного центра СО
РАМН. − 2009. − № 2. − С. 258−259.
133
82.Иванова, И.М. Влияние фитоадаптогена «полифитотон» на структуру
надпочечников белых крыс при иммобилизационном стрессе / И.М.
Иванова, Л.Н. Шантанова, И.М. Бальхаев [и др.] // Бюллетень
Восточно−Сибирского научного центра СО РАМН. − 2011. − № 1. − С.
142−144.
83.Игнатова, Н.К. Морфофункциональные изменения в организме мелких
млекопитающих в условиях техногенного пресса / Н.К. Игнатова, Н.К.
Христофорова // Известия АН. Серия биологическая. − 2003. − № 3. − С.
345−350.
84.Калинин, А.П. Надпочечниковая недостаточность: пособие для врачей /
А.П. Калинин, Т.С. Камынина, Р.С. Тишенина. − М.: Эдель-М, 1998. − 26
с.
85.Каргина, М.В. Морфометрические показатели надпочечников белых крыс
при содержании в условиях естественных и искусственных фоторежимов
/ М.В. Каргина, С.В. Котельникова, А.В. Котельников // Современные
проблемы науки и образования.−2013.−№4.−URL: http:// www.scienceeducation/ru/110-9830.
86.Карпунина, Л.В. Влияние лектина бацилл на некоторые биохимические
параметры крови самцов крыс при стрессировании плаванием / Л.В.
Карпунина, Т.П. Кикалова, М.Д.Сметанина // Известия Самарского
научного центра Российской академии наук. – 2010. – Т. 12. – № 1. – С.
219−222.
87.Кацнельсон, З.С. Гистологическое строение надпочечников северного
оленя в осенний период (сентябрь − ноябрь) / З.С. Кацнельсон // Сб. работ
Ленингр. вет. ин-та. − 1974. − Вып. 38. − С. 231−239.
88.Кацнельсон,
З.С.
Гистология
и
биохимия
хромаффиновой
ткани
надпочечников / З.С. Кацнельсон, Е.М. Стабровский. − Л.: Медицина,
1975. – 224 с.
89.Кацнельсон, З.С. Гранулопоэз в процессе развития надпочечников овцы /
З.С. Кацнельсон // Докл. АН СССР. − 1967. № 3. − С. 707−709.
134
90.Кацнельсон, З.С. Закладка фетальной коры и ранний гистогенез
надпочечника у свиньи / З.С. Кацнельсон // Сб. работ Ленинград. вет. Инта. − Л., 1965. − Т. 27. − С. 529 −542.
91.Кацнельсон З.С. Материалы по раннему гистогенезу надпочечника овцы /
З.С. Кацнельсон // Мат. XV науч. конф. Ленинградского вет. ин-та. − Л.,
1966. − С. 181−185.
92.Кацнельсон, З.С. Некоторые итоги исследований по развитию и
гистофизиологии надпочечника млекопитающих / З.С. Кацнельсон // Сб.
работ. Лен. вет. Ин-та. − Л., 1967. − Т. 29. − С. 172−187.
93.Кацнельсон, З.С. О так называемой капсулярной (субкапсулярной)
бластеме в надпочечнике / З.С. Кацнельсон // Архив АГЭ. − 1968. − Т.54.
Вып.6. − С. 3−12.
94.Кацнельсон, З.С. Особенности строения надпочечников северного оленя в
весенний период / З.С. Кацнельсон // Сб. работ Ленингр. вет-го ин-та. – Л.,
1976. − Вып.46. − С. 18−24.
95.Кацнельсон ,З.С. Персистентная фетальная кора в надпочечнике лошади /
З.С. Кацнельсон // Сб. работ Ленингр. Вет-го ин-та. − 1973. − Вып.33. −
С.211−218.
96.Кацнельсон, З.С. Перспективы и задачи дальнейшего изучения проблемы
фетальной коры надпочечника у млекопитающих / З.С. Кацнельсон // Сб.
работ Лен. вет. Ин-та. − Л., 1971 −. Т. 28. − С. 346−353.
97.Кацнельсон
З.С.
Проблема
фетальной
коры
в
сравнительно−гистологическом освещении / З.С. Кацнельсон // Архив
АГЭ. − 1972. − Т.57. Вып.2. − С.5−16.
98.Кацнельсон,
З.С.
Уточненная
схема
развития
надпочечника
у
млекопитающих / З.С. Кацнельсон // Матер. XI науч. конф. Ленинград,
вет. Ин-та. − Л., 1965. − С. 189−192.
99.Кацнельсон, З.С. Фетальная кора надпочечника овцы / З.С. Кацнельсон //
Докл. АН СССР. − 1969. − № 1. − С. 195−197.
135
100. Кацнельсон, З.С. Фетальная кора надпочечника у свиньи /З.С.
Кацнельсон , Е.М. Ледяева, В.П. Александрова //Докл. АН СССР. − 1963.
− Т. 151, №1. − С. 201−202.
101. Кацнельсон, З.С. Формирование коркового и мозгового вещества в
надпочечнике свиньи / З.С. Кацнельсон, Е.М. Ледяева, В.П. Александрова
// Сб. работ Ленинград. вет. ин-та. − Л., 1964. − С. 393−403.
102. Кацнельсон, З.С. Эмбриональная закладка надпочечника у овцы / З.С.
Кацнельсон // Докл. АН СССР. − 1971. − № 6. − С. 1483−1485.
103. Кацнельсон,
З.С.
Уточненная
схема
развития
надпочечника
млекопитающих / / З.С. Кацнельсон // Материалы XIV науч. конф.
Ленинград. ветеринар. ин-та. − Л., 1965. − С. 189−192.
104. Кацуки, С. Центральная регуляция функций эндокринных желез / С.
Кацуки. − М.: Медицина, 1971. − 215 с.
105. Кемоклидзе,
К.Г.
Постнатальный
рост
мозгового
вещества
надпочечника крысы / К.Г. Кемоклидзе // Морфология. − 1998. − Т. 113.
Вып.3. − С.57.
106. Кеттайл, В. М. Патофизиология эндокринной системы / В. М. Кеттайл,
А. А. Рональд; пер. c англ. − СПб.; М.: Невский Диалект; БИНОМ, 2001.
— 336 с.
107. Кириллов, Е.И. Стрессовая гипертрофия надпочечников / Е.И.
Кириллов. − М.: Наука, 1994. − 175 с.
108. Кириллов,
О.И.
Объем
ядер
и
митотический
индекс
клеток
клубочковой зоны надпочечников крыс в норме и условиях гипокинезии /
О.И. Кириллов, Л.А. Куриленко. − Владивосток, 1988. − 27 с.
109. Клиническая и экспертная анатомия (в схемах, рисунках и таблицах):
учебное пособие / Б.П. Шевченко, В.В. Дегтярев, Л.Л. Абрамова [и др.]. −
Оренбург: ОГАУ, 2007. − 110 с.
110. Кожевникова, Л.М. Защитный эффект предварительной адаптации к
стрессу
от
нарушений
газотранспортной
функции
крови
при
геморрагическом шоке / Л.М. Кожевникова, Ю.В. Архипенко, И.А.
136
Тараканов [и др.] // Патологическая физиология и экспериментальная
терапия. − 1999. − № 4. − С. 3−7.
111. Колдышева,
Е.В.
Морфологическая
характеристика
коры
надпочечников крыс oxys в онтогенезе / Е.В. Колдышева // Бюллетень
Сибирского отделения Российской академии медицинских наук. − 2008. −
№ 6. − С. 131−138.
112. Колдышева,
Е.В.
Ультраструктурная
реорганизация
коры
надпочечников крыс после общего перегревания организма / Е.В.
Колдышева, Е.Л. Лушникова // Бюллетень экспериментальной биологии и
медицины. − 2008. − Т. 145. № 5. − С. 591−596.
113. Колдышева,
Е.В.
Ультраструктурная
реорганизация
коры
надпочечников крыс при гипоксических воздействиях и их коррекции
нероболилом / Е.В. Колдышева, Е.Л. Лушникова, И.С. Проскурякова //
Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. − 1999. − Т. 127. №
5. − С. 588.
114. Колдышева,
Е.В.
реорганизации
коры
Ультраструктурные
эквиваленты
надпочечников
действии
при
адаптивной
экстремальных
факторов / Е.В. Колдышева // Бюллетень Сибирского отделения
Российской академии медицинских наук. − 2008. − № 6. − С. 139−144.
115. Корнева, Е.А. Интерлейкин-1 в реализации стресс-индуцированных
изменений функций иммунной системы / Е.А. Корнева, С.Н. Шанин, Е.Г.
Рыбакина // Рос. физиол. журн. им. И.М. Сеченова. − 2000. − Т. 86, № 3. −
С. 292−302.
116. Корочкина, Е.А. Морфофункциональные особенности семенников и
надпочечников крыс в условиях стресса / Е.А. Корочкина // Иппология и
ветеринария. − 2013. − № 1. − С. 88−94.
117. Кохан, С.Т. Протекторное действие биологически активных добавок
«Астрагал» и «Женьшень с астрагалом» при гипоксии и стрессе / С.Т.
Кохан, А.В. Патеюк, А.Г. Мондодоев // Вестник фармации. − 2012. − № 4.
− С. 59−63.
137
118. Кошин, И.И. Метаболический статус роста и развития цыплятбройлеров при применении стресс-корректора лигфола /Кошин И.И.,
Петраш М.Г., Смирнов С.Б.− СПб, 2003. 142с.
119. Кравцова, С.С. Компонентный состав спиртового извлечения из
надземной части Filipendula ulmaria (Rosaceae) / С.С. Кравцова, К.А.
Дычко, B.В. Хасанов [и др.] // Растит. ресурсы. − 2005. − Т. 41. № 3. − С.
95−99.
120. Крендаль, Ф.П. Сравнительная характеристика препаратов из группы
фитоадаптогенов - женьшеня, элеутерококка и родиолы розовой / Ф.П.
Крендаль, С. В. Козин, Л. В. Левина. − М. : ПРОФИЛЬ , 2007. – 392 с.
121. Кузнецов, А.В. Морфометрия надпочечников коз оренбургской
пуховой породы в постнатальном онтогенезе / А.В. Кузнецов, Б.П.
Шевченко //
Известия Оренбургского государственного аграрного
университета. − 2005. − Т. 2. № 6−1. − С. 30−32.
122. Кузнецов, А.В. Морфофункциональные особенности надпочечных
желез оренбургской пуховой козы в возрастном аспекте / А.В. Кузнецов,
Б.П. Шевченко. − Оренбург: Издательский центр ОГАУ, 2006. − 24с.
123. Кузнецов,
А.В.
Особенности
кровоснабжения
надпочечников
оренбургской пуховой козы / А.В. Кузнецов // Вестник Оренбургского
государственного университета. − 2006. − № 12. − С. 95−97.
124. Куприянов, В.В. Микроциркуляторное русло / В.В. Куприянов, Я.Л.
Караганов, В.И. Козлов. − М.: Медицина, 1975. − 215 с.
125. Кушнерова, Н.Ф. Перспективные разработки комплексов биологически
активных веществ из природного сырья Дальневосточного региона / Н.Ф.
Кушнерова, Ю.И. Добряков, В.Г. Спрыгин // Вестн. ДВОРАН. − 2003. −
№2 (108). − С.66−72.
126. Лазарев,
Н.В.
Состояние
неспецифически
повышенной
сопротивляемости / Н.В. Лазарев, Е.И. Люблина, М.А. Розин // Патол.
физиол. и эксп. терап. − 1959. − № 4. − С. 16−21.
138
127. Лазарев,
Н.В.
Стимуляция
лекарственными
средствами
сопротивляемости организма к инфекциям / Н.В. Лазарев // Казанский
мед. журн. − 1961. − № 5. − С. 7−12.
128. Лазько, М.В. Морфогенез коры надпочечника человека / М.В. Лазько //
Морфология. − 2004. − Т. 126. № 4. − С. 68.
129. Левахин,
В.И.
Стрессы
и
способы
их
коррекции
у
сельскохозяйственных животных: монография / В.И. Левахин, Ф.Х.
Сиразетдинов, В.В. Попов [и др.]. − М.: Россельхозакадемия, 2008. – 161с.
130. Лушникова,
Е.Л. Структурная реорганизация коры надпочечников
крыс линии oxys в онтогенезе / Е.Л. Лушникова, Е.В. Колдышева, О.Л.
Молодых // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. − 2009.
− Т. 147. № 1. − С. 102−107.
131. Магомедов,
Г.-Г.Р.
Особенности
строения
мозгового
вещества
надпочечника у новорожденных овец (дагестанской горной породы) / Г.Г.Р. Магомедов // Мат. науч−практ. конф. студ., аспир. и молод. учен.,
посвящ. 75−летию ДГСХА. − Махачкала, 2007. − С. 230−231.
132. Майстренко, Н.А. Хирургия надпочечников / Н.А. Майстренко // под
ред. А.П. Калинина, Н.А. Майстренко. − М.: Медицина, 2000. − 216 с.
133. Максимов, А.Г. Изменение гематологических, иммунологических и
биохимических показателей крови у свиней при транспортном стрессе /
А.Г. Максимов // Сельскохозяйственная биология. − 2010. − № 6. − С.
60−66.
134. Мамонтова,
Е.В.
Исследование
реакции
гипоталамо-
адренокортикальной системы на стресс и коррекция стрессорных
нарушений антиосидантами / Е.В. Мамонтова, О.Е. Семенищева //
Современные проблемы науки и образования. − 2013. − № 2. − С. 53−53.
135. Маркель, А.Л. Влияние стресса в раннем онтогенезе на циркадный
ритм кортикостероидной функции у крыс / А.Л. Маркель, С.Б. Лурье, Е.В.
Науменко [и др.] // Онтогенез. − 1981. − Т. 12. № 3. − С. 257−265.
139
136. Матюшичев, В.Б. Взаимосвязи характеристик кислородтранспортной
функции крови при психоэмоциональном стрессе / В.Б. Матюшичев, С.Р.
Усманова,
В.Г.
Шамратова//
Вестник
Санкт−Петербургского
университета. Серия 3: Биология. −2009. − № 2. − С. 94−98.
137. Медведева,
О.А.
Особенности
строения
и
кровоснабжения
надпочечника собак: материалы международной научной конференции
«Актуальные вопросы морфологии и хирургии XXI века» / О. А.
Медведева // Морфология. – 2001. − Т.1. − С. 198−198.
138. Межнин, Ф.И. Гистоструктрура надпочечника в постнатальном
онтогенезе гренландского тюленя Pagophilus groenlandica Erxleben / Ф.И.
Межнин // Журнал общей биологии. − 1991. − №5. − С. 708−710.
139. Мерзлякова, Е.А. Влияние высоких доз селенсодержащих препаратов
на картину крови при лучевом воздействии и транспортном стрессе / Е.А.
Мерзлякова, Е.И. Трошин, Ю.Г Васильев // Научное обеспечение
реализации национальных проектов в сельском хозяйстве: материалы
Всероссийской
научно-практической
конференции.
Министерство
сельского хозяйства РФ, ФГОУ ВПО «Ижевская государственная
сельскохозяйственная академия». − Ижевск: РИО ФГОУ ВПО Ижевская
ГСХА, 2006. − С. 232−236.
140. Милюков, В.Е. Недостаточность функции надпочечников при острой
тонкокишечной непроходимости / В.Е. Милюков, Е.Н. Долгов, А.В.
Богданов [и др.] Российский медицинский журнал. − 2012. − № 1. − С.
42−45.
141. Милюков. В.Е. Современные представления о морфофункциональной
организации гемомикроциркуляторного русла в надпочечниках / В.Е.
Милюков,
А.В.
Богданов
//
Регионарное
кровообращение
и
микроциркуляция. − 2011 . − Т. 10. № 3. − С. 10−18.
142.Михайлов, С.С. Анатомия человека / С.С. Михайлов. − М:. Медицина,
1999. − С. 672−673.
140
142. Мовсумов, И.С. Химические компоненты цветков Filipendula ulmaria и F.
vulgaris из флоры Азербайджана / И.С. Мовсумов, Э.А. Гараев, Д.Ю.
Юсифова // Химия растит.сырья. − 2011. − № 3. − С. 159−162.
143. Монастырев, A.M. Сокращение потерь живой массы
скота при
технологических стрессах / A.M. Монастырев, А.П. Онищенко //
Аграрный вестник Урала. − 2007. − № 4. − С. 21−22.
144. Мчедлишвили, Г.И. Микроциркуляция крови / Г.И. Мчедлишвили. − Л.:
Наука, 1989. − 295 с.
145. Наумова,
Л.И.
Морфо-функциональные
преобразования
почек
и
надпочечников при влиянии стресса и различных частотных режимов
ЭМИ / Л.И. Наумова, Е.Б. Родзаевская, Ю.В. Полина // Успехи
современного естествознания. − 2007. − № 12. − С. 369−370.
146. Нестеров, Ю.В. Стресс-реактивность разновозрастных беспородных
белых крыс на модели острого эмоционально-болевого стресса / Ю.В.
Нестеров, Д.Л. Тёплый, Ю.В. Алтуфьев [и др.] // Естественные науки. −
2012. − № 1. − С. 156−160.
147. Нестерова, Ю.В. Некоторые механизмы стресс-протекторного действия
препаратов из Inula Helenium / Ю.В. Нестерова, К.Л. Зеленская, Т.В.
Ветошкина [и др.]. // Экспериментальная и клиническая фармакология. −
2003. − Т. 66. № 4. − С. 63−65.
148. Овчаренко,
Н.Д.
Структурно-функциональная
перспектива
периферических эндокринных желез марала в период постнатального
онтогенеза / Н.Д. Овчаренко // Актуал. вопр. зоотехн. науки и практики
как основа улучшения продуктив. качеств и здоровья с.-х. животных. −
Ставрополь, 2003. − С. 376−378.
149. Овчаренко, Н.Д. Структурно-функциональные изменения надпочечных
желез марала в системе плод-мать / Н.Д. Овчаренко, Л.А. Бондырева //
Сибирский вестник сельскохозяйственной науки. − Краснообск, 2006. −
№6. − С. 98−99.
141
150. Овчаренко, Н.Д. Эмбриогенез надпочечных желез марала / Н.Д.
Овчаренко
О.Г.
Сидорова,
Л.А.
Бондырева
//Актуал.
пробл.
животноводства на современном этапе: матер. междунар. научно-практ.
конф. − Барнаул: Изд-во ФГОУ ВПО БГСХА, 2006. − С. 49−52.
151. Осочук, С.С. Влияние повышенных доз глюкокортикостероидов на
гистохимические изменения надпочечников и печени у самцов крыс / С.С.
Осочук,
Д.Н.
Федотов,
А.И.
Жуков
[и
др.]
//
Достижения
фундаментальной клинической медицины и фармации: материалы 66
науч. сессии сотрудников у-та. − Витебск: ВГМУ, 2011. − С. 147−148.
152. Пашинин, Н.С. Особенности строения надпочечных желез собак
служебных пород в постнатальном онтогенезе /Н.С. Пашинин / Краткие
сообщения региональной конференции молодых ученых и специалистов
Оренбургской области // Вестник Оренбургского государственного
университета. − Оренбург, 2006.−№13 (63).−С. 179−181.
153. Пашинин, Н.С. К вопросу топографии надпочечных желёз собак в
возрастном
и
международной
породном
аспектах
научно−практической
/Н.С.
Пашинин
конференции
//Материалы
«Управление
экономическим ростом в АПК −методология, теория и практика
хозяйствования»: cб. науч. тр. ОГАУ. −Оренбург, 2006. − Т.З. № 11. − С.
169 − 171.
154. Пашинин, Н.С. Морфометрия надпочечников собак служебных пород в
онтогенезе / Н.С. Пашинин // Сб. науч. тр. LXVI Всероссийской науч.
практ. конф. молод.
учёных, аспирантов и студентов. − Пермский
аграрный вестник. −Пермь, 2007. − В. XVII, ч. 1 − С. 278 − 280.
155. Пиралишвили, И.С. К методике подсчета эозинофилов в периферической
крови / И.С. Пиралишвили // Лабораторное дело. −1962. − № 3. − С. 20−22.
156. Плахотина, Л.M. Морфологическая характеристика железистых клеток
мозгового вещества надпочечников крупного рогатого скота / Л.M.
Плахотина // Проблемы молекуляр. биолог. и патолог, с.х. жив-х. − М.,
1982. − С. 52−56.
142
157. Поветьева, Т.Н. Особенности адаптогенного действия лекарственных
растений / Т.Н. Поветьева, В.Г. Пашинский // Российская акад. мед. наук,
Ин-т фармакологии ТНЦ СО РАМН. − Томск, 2005. − 171 с.
158. Подгорная, Г.А. Морфологическое и гистохимическое исследование
мозгового вещества надпочечников млекопитающих / Г.А. Подгорная //
Архив АГЭ. − 1967. − Т. 52. − Вып. 2. − С. 22−29.
159. Протасов, Б.И. Стратегия применения адаптогенов для стимуляции
продуктивности у сельскохозяйственных животных / Б.И. Протасов, И.И.
Комиссаров // Сельскохозяйственная биология. − 2012. − № 6. − С. 12−23.
160. Пугачев, М.К. Морфофункциональные изменения коры надпочечников
крыс при общем внешнем перегревании в сочетании с наркозом / М.К.
Пугачев, К.А. Гаврилов, Л.Б. Мочалова // Математическая морфология:
электронный математ. и медико-биолог. журн. − 1997. − Т. 2. № 1. − С.
173−178.
161. Рахимов, Я.А. Очерки по функциональной анатомии / Я.А. Рахимов, М.К.
Каримов, Л.Е. Этинген. − Душанбе, 1987. − С. 10−40.
162. Романова, Т.П. Участие лейкоцитов крови в процессе формирования
стресс-индуцированных
повреждений
сердца
при
артериальной
гипертензии / Т.П. Романова, И.О. Бугаева, Е.Б. Родзаевская и [др.] //
Астраханский медицинский журнал. − 2013. − Т. 8. № 1. − С. 214−217.
163. Ростовцева, Т.И. Функционально-морфологическое исследование коры
надпочечников человека при некоторых заболеваниях / Т.И. Ростовцева,
А.Н. Мусаков // Проблема эндокринол. − 1989. − Т. 35.− № 3. − С. 7−11.
164. Рунов, Г.П. Острая надпочечниковая недостаточность: рекомендации для
врачей / Г.П. Рунов, О.В. Зиновьева. − Н. Новгород: Изд-во НГМА, 2006. −
20с.
165. Рыбакина, Е.Г. Трансдукция сигнала интерлейкина-1 в процессах
взаимодействия нервной и иммунной систем / Е.Г. Рыбакина, Е.А.
Корнева // Вестник РАМН. − 2005. − № 7. − С. 3−8.
143
166. Рыбакина, Е.Г. Физиологическая роль интерлейкина-1 в механизмах
развития стрессорной реакции / Е.Г. Рыбакина, Е.А. Корнева //
Медицинский академический журнал. − 2002. Т. 2. № 2. − С. 4−17.
167. Рыжавский,
Б.Я.
Постнатальный
онтогенез
коркового
вещества
надпочечников / Б.Я. Рыжавский. − Новосибирск: Наука, 1989. − 136 с.
168. Сапин. М.Р. Надпочечные вены как пути регулированного оттока
адреналина по двум направлениям: в воротную вену и в каудальную
полую вену / М.Р. Сапин, Т.И. Лукинева // Физиология и биохимия
биогенных аминов. − М., 1969. − С. 186−190.
169. Сапин, М.Р. Современные представления о строении и функциях
надпочечников / М.Р. Сапин, В.Е.Милюков, Е.Н. Долгов и [др.] //
Клиническая и экспериментальная морфология. − 2012. − № 1. − С. 14−20.
170. Сапин, М.Р. Сосуды надпочечных желез / М.Р. Сапин. − М.: Медицина,
1974. − 208 с.
171. Сапин, М.Р. Электронномикроскопические исследования кровеносных
капилляров в надпочечнике собаки / М.Р. Сапин, В.А. Шахламов //
Проблемы эндокринол. −1970. − № 5. − С. 112−116.
172. Севрюков, А.В. Физиолого-биохимические показатели крови собак при
алиментарном стрессе / А.В. Севрюков, Т.С. Колмакова, Ю.И. Левченко,
В.А.Чистяков // Успехи современного естествознания. – 2014. – № 11 (2).
– С. 42−48;
173. Селье, Г. Стресс без дистресса / Г. Селье. − М. − 1982. − 1250 с.
174. Сидоров,
С.В.
Возрастная
и
половая
изменчивость
некоторых
эндокринных желез и внутренних органов сайгаков северо-западного
Прикаспия / С.В. Сидоров. В кн. Экологические аспекты функциональной
морфологии в животноводстве. − М.: МОИП, 1986. − С. 119−122.
175. Сидорова, О.Г. Структурная организация надпочечников взрослых самцов
и самок маралов. АПК в XXI веке − действительность и перспективы /
О.Г. Сидорова, Л.А. Бондырева // Матер. конф. молодых ученых. −
Тюмень: Изд-во ТГСХА, 2004. − С. 271−273.
144
176. Сидорова,
О.Г.
Структурные
изменения
коркового
вещества
надпочечников самцов и самок марала в течение года / О.Г. Сидорова,
Л.А. Бондырева // Известия Оренбургского государственного аграрного
университета. − 2008. − Т. 4. № 20−1. − С. 37−40.
177. Соколов, С.Я. Фитотерапия и фитофармакология: руководство для врачей
/ С.Я. Соколов. − М.: Мед. информ. агентство, 2000. − 976 с.
178. Сорокин, В.И. Метод оценки функциональных эндокринных резервов
надпочечников
у
мясных
бычков
/В.И.
Сорокин
//
Известия
Оренбургского государственного аграрного университета. − 2005. − № 4
(8). − С. 84−86.
179. Сорокин, В.И. Применение гормональных критериев для оценки фено - и
генотипа мясного скота / В.И. Сорокин // Известия Оренбургского
государственного аграрного университета. − 2004. − № 4. − С. 132−137.
180. Сорокин,
Д.А. Микроморфология надпочечников овец эдильбаевской
породы в постнатальный период онтогенеза / Д.А. Сорокин // Известия
Оренбургского государственного аграрного университета. − 2013. − № 2.
− С. 108−111.
181. Сорокин, Д.А. Топография и строение адреналовых желёз овец
эдильбаевской породы / Д.А. Сорокин // Известия Оренбургского
государственного аграрного университета. − 2011. − Т. 1. № 29−1. − С.
73−75.
182. Сотникова, Е.Д. Изменения в системе крови при стрессе / Е.Д. Сотникова
// Вестник Российского университета дружбы народов. Серия: Агрономия
и животноводство. − 2009. − № 1. − С. 50−55.
183. Степанов, В.Н. К функциональной анатомии поверхностных надпочечных
вен собаки / В.Н. Степанов // Арх. АГЭ. − 1968. − Т. 55.− Вып. 8. − С.
111−117.
184. Стеркова. Н.Т. Клиническая эндокринология / Н.Т. Стеркова. − М.:
Медицина, 1991. − С. 278−290.
145
185. Суханов, С.Г. Строение надпочечников у плодов человека, живущего на
европейском Севере / С.Г. Суханов, Н.Р. Бунчак // Морфология. − 1993. −
Т. 104. № 5 − 6. − С. 77−83.
186. Тараканов,
Е.И.
Современное
представление
о
функциональной
морфологии гипофиза, надпочечников и щитовидной железы / Е.И.
Тараканов // Архив анатомии, гистол. и эмбриол. − 1960. − № 11. − С.
102−115.
187. Техвер, Ю.Т. Гистология эндокринных желез домашних животных / Ю.Т.
Техвер. − Тарту: Эстон. академ. наук, 1972. − С. 75−109.
188. Тимофеева,
Е.В.
Вариантная
анатомия
артериальных
сосудов
надпочечника / Е.В. Тимофеева, Г.Г. Стародубцев // Морфология и
хирургия: в 2 т. − Т. 1. − 2000. − С. 169−170.
189. Тимофеева,
Е.В.
Особенности
топографии
и
кровоснабжения
поджелудочной железы и надпочечников / Е.В. Тимофеева, Г.Г.
Стародубцев // Сб. тез. первой городской межвуз. науч.-практ. конф.
студентов и аспирантов. − Барнаул, 1999. − С.55−58.
190. Толкачев, Н.С. Сезонные особенности гистоморфологии аденогипофиза
надпочечников у быков. Новое в профилактике, диагностике и лечении
заразных болезней животных / Н.С. Толкачев, С.М. Сулейманов. −
Воронеж, 1987. − С. 132−135.
191. Устинов, Д.А. Стресс-факторы в промышленном животноводстве / {.А.
Устинов. М.: Россельхозиздат, 1976. − 166 с.
192. Фадеев, В.В. Надпочечниковая недостаточность (клиника, диагностика,
лечение): рекомендации для врачей / В.В. Фадеев. − М.: Медпрактика,
2008. − 44с.
193. Фадеев, В.В. Острая надпочечниковая недостаточность / В.В. Фадеев //
Врач. − 2005. − №3. − С. 60−61.
194. Федоров, Б.М. Стресс и система кровообращения / Б.М. Федоров. − М.:
Медицина, 1990. − 320 с.
146
195. Федотов, Д.Н. Возрастные структурно-функциональные перестройки
надпочечников куницы обыкновенной / Д.Н. Федотов, Ф.Д. Гуков, И.М.
Луппова // Ученые записки УО «ВГАВМ». − 2010. − Т. 46. Вып. 2. − С.
197−200.
196. Федотов, Д.Н. Микроморфология тимуса и надпочечников и их
коррелятивная связь в раннем постнатальном развитии поросят / Д.Н.
Федотов // Верхневолж. мед. журн. − 2007. − № 1−2. − С. 83−84.
197. Федотов,
Д.Н.
Сравнительная
гистологическая
организация
надпочечников у новорожденных детей, взрослых людей и долгожителей /
Д.Н. Федотов, О.Д. Мяделец // Вестник Витебского государственного
медицинского университета. − 2011. − Т. 10. № 3. − С. 20−24.
198. Фольмерхаус, Б. Анатомия собаки и кошки / Б. Фольмерхаус, И. Фревейн.
− М.: «Аквариум», 2003. − С. 337−344.
199. Хирургическая
эндокринология:
руководство
под
редакцией
А.П.
Калинина, Н. А. Майстренко, П. С. Ветшева. СПб.: Питер, 2004. − С.
466−491.
200. Хныченко, Л.К. Стресс и его роль в развитии патологических процессов /
Л.К. Хныченко, Н.С. Сапронов // Обзоры по клинической фармакологии и
лекарственной терапии. − 2003. − Т. 2. − С. 2−15.
201. Цымбал, А.А. Динамика оксигенации крови у экспериментальных
животных при воздействии терагерцевыми волнами на частотах оксида
азота при стрессе / А.А. Цымбал, В.Ф. Киричук, О.Н. Антипова [и др.] //
Биомедицинская радиоэлектроника. − 2011. − № 1. − С. 36−39.
202. Шахламов, В. А. Капилляры / под общ. ред. С. В. Савельева. − М.: ВЕДИ,
2007. − 288 с.
203. Шевченко, Б.П. Анатомия бурого медведя / Б.П. Шевченко. − Оренбург:
Редакционно-издательский дом «Урал», 2003. − 454с.
204. Шевченко, Б.П. Артерии и нервы солнечного сплетения собак / Б.П.
Шевченко, B.C. Пащенко // Актуальные вопросы ветеринарии: сборник
научных трудов. − Оренбург, 1997. − С.31−32.
147
205. Шилов,
Ю.И.
Адренергические
механизмы
регуляции
функций
фагоцитирующих клеток периферической крови крыс при остром стрессе /
Ю.И. Шилов, Е.Г. Орлова // Медицинская иммунология. − 2002. − Т. 4. №
1. − С. 29−36.
206. Шилов, Ю.И. Влияние адреналина на функции фагоцитирующих клеток
периферической крови крыс при стрессе и введении гидрокортизона /
Ю.И. Шилов, Д.В. Лапин, Е.Г. Орлова // Доклады Академии наук. − 2005.
− Т. 400. № 6. − С. 844−846.
207. Шишкин, А.П. Возрастные изменения массы надпочечных желёз крупного
рогатого скота /А.П. Шишкин // Актуальные вопросы ветеринарии: сб.
науч. тр. ОГАУ. − Оренбург, 1996. − С. 15−18.
208. Шишкин, А.П. Особенности артериального кровоснабжения надпочечных
желёз у крупного рогатого скота красной степной породы / А.П. Шишкин
// Тез. докл. X научно-практической конференции молодых учёных и
специалистов. − Оренбург, 1991. − С. 24−30.
209. Шорин, Ю.П. Эндокринные и биоритмологические аспекты онтогенеза и
адаптации / Ю.П. Шорин, Э.М. Казин, С.Б. Лурье. − Кемерово:
Кузбассвузиздат, 1991. − 305 с.
210. Юдичев, Ю.Ф. Сравнительная анатомия сердечно-сосудистой системы
пушных зверей / Ю.Ф. Юдичев. − Омск: Изд. Омского СХИ, 1985. − 52 с.
211. Южаков,
В.В.
Современные
методы
изучения
функциональной
морфологии эндокринных клеток / В.В. Южаков, Н.Т. Райхлин, И.М.
Кветной и [др.] // Арх. пат. − 1996. − Вып. 2. − С. 21−28.
212. Юрьев
Ю.П.
Морфофункциональная
характеристика
капилляров
надпочечных желез / Ю.П. Юрьев // Эндокринные железы. − М., 1974.
Вып.3.1. − С.133−140.
213. Якимов О.А. Микроструктура щитовидной железы и надпочечников
песцов, получавших цеолитсодержащие кормовые добавки / О.А. Якимов
// Матер. международ. науч. конф., посвященной 125−летию КГАВМ. −
Казань, 1998. − С. 223.
148
214. Яременко К.В. Адаптогены как средства профилактической медицины /
К.В. Яременко. − Томск: Изд-во Том. Ун-та, 1990. − 93 с.
215. Яременко К.В. Учение Н.В. Лазарева о СНПС и адаптогенах как базовая
теория
профилактической
медицины
/
К.В.
Яременко
//
Психофармакология и биологическая наркология. − 2005. − Т. 5. № 4. − С.
1086−1092.
216. Almeida H. Efeitos doenvclhecmento sorbe о cortex da glandula suprarenal do
rato estudomorfologico e bioquimico / H. Almeida, D. Neves, M. Magalhaes
//Cienc. biol. Mol. and Cell. Biol. − 1992. − V. 14. − P. 3−5.
217. Amano A. Age-related changes of dopamine, noradrenaline and adrenaline in
adrenal glands of mice / A. Amano, N. Maruyama, M. Tsunoda [et al.] //
Geriatrics & gerontology international. − 2013 − V. 13 (2). − P. 490−496.
218. Anderson D. J. Antibody markers identify a common progenitor to sympathetic
neurons and chromaffin cells in vivo and reveal the timing of commitment to
neuronal differentiation in the sympathoadrenal lineage / D. J. Anderson, J.F.
Carnahan, A. Michelsohn, [et al.] // J. Neurosci. − 1991. − V. 11. − P.
3507−3519.
219. Balsalobre A. A serum shock induces circadian gene expression in mammalian
tissue culture cells / A. Balsalobre, F. Damiola, U. Schibler // Cell. − 1998. − V.
93. − P. 929−937.
220. Barberet
V.
Intra-
and
interobserver
variability
of
ultrasonographic
measurements of the adrenal glands in healthy beagles / V. Barberet, P. Pey, L.
Duchateau [et al.] // Veterinary radiology & ultrasound. − 2010. − V. 51 (6). −
P. 656−660.
221. Bates G.W. Physiology of the female reproductive axis / G.W. Bates, M.
Bowling // Periodontology. − 2013. − V. 61 (1). − P. 89−102.
222. Beishuizen A. Endotoxin and the hypothalamo-pituitary adrenal (HPA) axis /
A. Beishuizen, L.G. Thijs // J.Endotoxin Res. − 2003. − V. 9. N 1. − P. 3−24.
223. Bernstein R.M. Adrenal androgen production in catarrhine primates and the
evolution of adrenarche / R.M. Bernstein, K.N. Sterner, D.E. Wildman //
149
American journal of physical anthropology. − 2012. − V. 147 (3). − P.
389−400.
224. Bittman E.L. Period gene expression in mouse endocrine tissues / E.L. Bittman,
L. Doherty, L. Huang [et al.] // Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. −
2003. − V. 285. − P. R561−R569.
225. Bland M.L. Tissue growth and remodeling of the embryonic and adult adrenal
gland / M.L. Bland, M. Desclozeaux, H.A. Ingraham //Annals of the new york
academy of sciences. − V. 995 (1). − 2003. − P. 59−72.
226. Bloom S.R. The relation between adrenal blood flow and cortisol output in
response to ACTH in conscious calves / S.R. Bloom, A.V. Edvards, C.T. Jones
// J. Physiol. − 1990. − V.442. − P. 60−60.
227. Boag A.K. B.Trilostane treatment of bilateral adrenal enlargement and
excessive sex steroid hormone production in a cat / A.K. Boag, R. Neiger, D.B.
Church // Journal of small animal practice. − 2004. − V. 45 (5). − P. 263−266.
228. Boziaris I.S. Antimicrobial effect of Filipendula ulmaria plant extract against
selected foodborne pathogenic and spoilage bacteria in laboratory media, fish
flesh and fish roe product / I.S. Boziaris, C. Proestos; M. Kapsokefalou [et al.]
// Food Technol. Biotechnol. − 2011. − V. 9 (2). − Р. 263−270.
229. Bragulla H. On the structure of the adrenal gland of the Common Seal (Phoca
vitulina vitulina) / H. Bragulla, R.M. Hirschberg, U. Schlotfeldt [et al.] //
Anatomia, histologia, embryologia. 2004. V. 33 (5). − P. 263−272.
230. Braude S. Stress, testosterone and immunoredistribution hypothesis / S. Braude,
Z. Tang-Martinez, G.T. Taylor // Behavioral Ecology. − 1999. − V. 10. N 3. −
P. 345−350.
231. Breault L. Occurrence and effect of PACAP in the human fetal adrenal gland /
L. Breault, L. Yon, M. Montéro, [et al.] // Annals of the New York Academy of
sciences V. 921 (1). 2000. − P. 429−433.
232. Brook Ch.G.D. The adrenal cortex and its disorders. / Ch.G.D. Brook, P.E.
Clayton, R.S. Brown // Brook's clinical pediatric endocrinology: sixth edition,
2010. − P. 283−326.
150
233. Buijs R.M. Anatomical and functional demonstration of a multisynaptic
suprachiasmatic nucleus adrenal (cortex) pathway. / R.M. Buijs, J. Wortel, J.J.
Van Heerikhuize [et al.] // Eur. J. Neurosci. − 1999. − V.11. − P. 1535−1544.
234. Capaldo A. Release of aldosterone and catecholamines from the interrenal
gland of Triturus carnifex in response to adrenocorticotropic hormone (ACTH)
administration / A. Capaldo, F. Gay, S. Valiante [et al.] // Journal of
morphology. − 2004 − V. 262. (3). − P. 692−700.
235. Chamoux E. A connection between extracellular matrix and hormonal signals
during the development of the human fetal adrenal gland / E. Chamoux, M.
Otis, N. Gallo-Payet // Braz. J. Med. Biol. Res. − 2005. − V. 38. N 10. − P.
1495−1503.
236. Chauhon M.S. Seasonal variations in adrenal glands of mice / M.S. Chauhon,
C. Sheikher // Comp. Physiol. and Ecol. − 1991. − №1. − P. 38−42.
237. Chen−Pan C. Recovery of injured adrenal medulla by differentiation of preexisting undifferentiated chromaffin cells / C. Chen-Pan, I.J. Pan, Y. Yamamoto
[et al.] // Toxicol. Pathol. − 2002. − V. 30, № 2. − P. 165−172.
238. Chimenti C. Differentiation of steroidogenic cells in the developing adrenal
gland of Testudo hermanni Gmelin, 1789 (Chelonian Reptiles) / C. Chimenti, F.
Accordi // Anatomia, histologia, embryologia. − V. 42 (4). − 2013. − P.
275−284.
239. Chitty J. Adrenal disease in Ferrets / J. Chitty // Companion animal. − 2013. −
V. 18 (2). − P. 28−32.
240. Chung S. Adrenal peripheral oscillator in generating the circadian
glucocorticoid rhythm / S. Chung, G.H. Son, K. Kim // Annals of the new york
academy of sciences. − 2011. − V. 1220 (1). − P. 71−81.
241. Combes A. Ultrasonographic measurements of adrenal glands in cats with
hyperthyroidism / A. Combes, E. Vandermeulen, L. Duchateau [et al.] //
Veterinary radiology & ultrasound. − 2012. − V. 53 (2). − P. 210−216.
242. Combs S. E. Reduction of endogenous TGF-β increases proliferation of
developing adrenal chromaffin cells in vivo / S. E. Combs, K. Krieglstein, K.
151
Unsicker // Journal of neuroscience research. − 2000. − V. 59 (3). − P.
379−383.
243. Creutz C.E. Isolation of chromaffin granules / C.E. Creutz // Current protocols
in cell biology. − 2010. − Chapter 3. Unit 3.39.1−10.
244. Crivellato E. Chromaffin cells in the adrenal homolog of Aphanius fasciatus
(teleost fish) express piecemeal degranulation in response to osmotic stress: A
hint for a conservative evolutionary process / E. Crivellato, A. Civinini, V.P.
Gallo // The anatomical record part a: discoveries in molecular, cellular, and
evolutionary biology. − 2006. − V. 288A (10). − P. 1077−1086.
245. Crivellato E. The chromaffin vesicle: advances in understanding the
composition of a versatile, multifunctional secretory organelle / E. Crivellato,
B. Nico, D. Ribatti // The anatomical record. − 2008. − V. 291 (12). − P.
1587−1602.
246. De Chalus T. Ultrasonographic adrenal gland measurements in healthy
yorkshire terriers and labrador retrievers / T. de Chalus, A. Combes, A.S. Bedu
[et al.] //Anatomia, histologia, embryologia. − 2013. − V. 42 (1). − P. 57−64.
247. De Diego A.M.G. A physiological view of the central and peripheral
mechanisms that regulate the release of catecholamines at the adrenal medulla /
A.M.G. De Diego, L. Gandía, A.G. García // Acta physiologica. − 2008. − V.
192 (2). − P. 287−301.
248. Díaz-Flores L. Histogenesis and morphofunctional characteristics of chromaffin
cells / L. Díaz-Flores, R. Gutiérrez, H. Varela, [et al.] // Acta physiologica. −
2008. − V. 192 (2). − P. 145−163.
249. Dinarello C.A. Interleukin-1: a proinflammatory cytokine / C.A. Dinarello //
Inflammation: Basic principles and clinical correlates / Ed. by J.I. Gallin, R.
Snydrman. 3rd ed. Philadelphia: Lappincott Williams & Wilkins, 1999. − P.
443−461.
250. Ehrhart-Bornstein M. Cross-talk between adrenal medulla and adrenal cortex in
stress / M. Ehrhart-Bornstein, S.R. Bornstein // Annals of the New York
Academy of sciences. − 2008. − V. 1148 (1). − P. 112−117.
152
251. Ehrhart-Bornstein
M.
Intraadrenal
interactions
in
the
regulation
of
adrenocortical steroidogenesis / M. Ehrhart-Bornstein, J.P. Hinson, S.R.
Bornstein [et al.] // Endocr. Rev. − 1998. − V. 19. − P. 101−143.
252. Ehrlich
M.E.
Mammalian
adrenal
chromaffin
cells
coexpress
the
epinephrine−synthesizing enzyme and neuronal properties in vivo and in vitro /
M.E. Ehrlich, M. Evinger, S. Regunathan [et al.] // Ibid. − 1994. − V. 163. № 2.
− P. 480−490.
253. Erdoğan S. Arterial Vascularization and Morphological Characteristics of
Adrenal Glands in the Pampas Deer (Ozotoceros bezoarticus, Linnaeus 1758) /
S. Erdoğan, W. Pérez // Anatomia, Histologia, Embryologia. − 2013 doi:
10.1111/ahe.12085.
254. Ernster L. The mode of action of lipid−soluble antioxidantsin biological
membranes: relationship between the effects of ubiquinol and vitamin E as
inhibitors of lipid peroxidation in submitochondrial particles / L. Ernster, Р.
Forsmark, К. Nordenbrand // Biofactors. − 1992. − V.3. № 4. − P. 241−248.
255. Fahrenkrug J. Diurnal rhythmicity of the canonical clock genes Per1, Per2 and
Bmal1 in the rat adrenal gland is unaltered after hypophysectomy / J.
Fahrenkrug, J. Hannibal, B. Georg // J. Neuroendocrinol. − 2008. − V. 20. − P.
323−329.
256. Farhat W. A. A. Anatomy of kidney and adrenal gland for minimally invasive
surgery. / W.A. Farhat, B.A. Weber // Pediatric robotic and reconstructive
urology: a comprehensive guide. 2012. − P. 93−103.
257. Fray J. Endocrine control of sodium balance. comprehensive. / J. Fray //
Handbook of Physiology. 2011. − P. 250−305.
258. Gallo-Payet N. Mechanism of action of ACTH: Beyond cAMP / N. GalloPayet, M.D. Payet // Microscopy research and technique. − 2003. − V. 61 (3) −
P. 275−287.
259. Geffen L.B. Cellular aspects of catecholaminergic neurons. / L.B.Geffen, B.
Jarrott // Comprehensive physiology. 2011. − P. 521−571.
153
260. Glasow A. Leptin and the adrenal gland / A. Glasow, S.R. Bornstein //
European journal of clinical investigation. − 2000. − V. 30 (3). − P. 39−45.
261. Green P.G. Role of adrenal medulla in development of sexual dimorphism in
inflammation / P.G. Green, S.R. Dahlqvist, W.M. Isenberg [et al.] // European
journal of neuroscience − 2001. − V. 14 (9). − P. 1436−1444.
262. Hall P. F. Actions of corticotropin on the adrenal cortex: Biochemistry and cell
biology / P. F. Hall // Comprehensive Physiology. 2011. − P. 61−84.
263. Hardeland R. Melatonin, the circadian multioscillator system and health: the
need for detailed analyses of peripheral melatonin signaling / R. Hardeland, J.A.
Madrid, D.X. Tan [et al.] // Journal of pineal research . − 2012. − V. 52 (2). − P.
139−166.
264. Harper G. P. Production of nerve growth factor by the mouse adrenal medulla /
G.P.Harper, F.L.Pearce, C.A. Vernon // Nature. − 1976. − V. 261. № 5557. − P.
251−253.
265. Harvey P.W. Adrenal toxicology: a strategy for assessment of functional
toxicity to the adrenal cortex and steroidogenesis / P.W Harvey., D.J. Everett,
Ch.J. Springall // Journal of applied toxicology. − 2007. − V. 27 (2). − P.
103−115.
266. Henderson I.W. Endocrinology of the Vertebrates / I.W. Henderson //
Comprehensive Physiology. 2011. − P. 623−749.
267. Himms-Hagen J. Neural and hormonal responses to prolonged cold exposure. /
J. Himms-Hagen // Comprehensive physiology. 2011. − P. 439−480.
268. Hinson J.P. Regulation of rat adrenal vasoactive intestinal peptide content:
effects of adrenocorticotropic hormone treatment and changes in dietary sodium
intake / J.P. Hinson, D. Renshaw, M. Carroll [et al.] // Journal of
neuroendocrinology. − 2001. − V. 13 (9). − P. 769−773.
269. Holland J.W. Recombinant interleukin−1 beta activates the hypothalamicpituitary-interrenal axis in rainbow trout, oncorhynchus mykiss / J.W. Holland,
T.G. Pottinger, C.J. Secombes // J. Endocrinol. − 2002. − V.175. № 1. − P.
261−267.
154
270. Huber K. The sympathoadrenal cell lineage: specification, diversification, and
new perspectives / K. Huber // Dev. Biol. − 2006. − V. 298. № 2. − P.
335−343.
271. Imaging of the adrenal glands. In the book Clinical endocrine oncology: second
edition Sahdev A., Reznek R.H., 2009. − P. 337−351.
272. Ishida A. Light activates the adrenal gland: timing of gene expression and
glucocorticoid release. / A. Ishida, T. Mutoh, T. Ueyama [et al.] // Cell Metab.
− 2005. − V. 2. − P. 297−307.
273. Jelinek F. Adrenal glands of slaughtered bulls, heifers and cows: A histological
study / F. Jelinek, R. Konecny // Anatomia, histologia, embryologia − 2011. −
V. 40 (1). − P. 28−34.
274. Judd A.M. Possible function of IL-6 and TNF as intraadrenal factors in the
regulation of adrenal steroid secretion / A.M. Judd, G.B. Call, M. Barney [et al.]
// Annals of the new york academy of sciences. − V. 917 (1). − 2000. − P.
628−637.
275. Kapas S. Adrenomedullin in the adrenal / S. Kapas, J.P. Hinson // Microscopy
research and technique. − 2002. − V. 57 (2). − P. 91−97.
276. Keating D.J. Opioid receptor stimulation suppresses the adrenal medulla
hypoxic response in sheep by actions on Ca2+ and K+ channels / D.J. Keating,
G.Y. Rychkov, M.B. Adams [et al.] // The journal of physiology. 2004. V. 555
(2). − P. 489−502.
277. Kim A.C. Adrenocortical cells with stem/progenitor cell properties: recent
advances / A.C. Kim, G D. Hammer // Mol. Cell Endocrinol. − 2007. − V.
265−266. − P. 10−16.
278. Kim A.C. In search of adrenocortical stem and progenitor cells / A.C. Kim,
F.M. Barlaskar, J.H. Heaton [et al.] // Endocr. Rev. − 2009. − V. 30. № 3. − P.
241−263.
279. Kim K.W. Sonography of the adrenal glands in the adult / K.W. Kim, J.K. Kim,
H.J. Choi [et al.] // Journal of clinical ultrasound. − 2012. − V. 40 (6). − P.
357−363.
155
280. King P. Shh signaling regulates adrenocortical development and identifies
progenitors of steroidogenic lineages / P. King, A. Paul, E. Laufer // Proc. natl.
acad. sci. USA. − 2009. − V. 106. N 50. − P. 21185−21190.
281. Koldysheva E.V. Morphogenesis of adaptation and compensatory reactions in
mouse adrenals during restitution after thermal exposure / E.V. Koldysheva,
E.L. Lushnikova, L.M. Nepomnyashchikh, [et al.] // Bulletin of Experimental
Biology and Medicine. − 2005. − Т. 140. V. 4. − P. 464−467.
282. Koldysheva E.V. Ultrastructural reorganization of adrenal cortex in rats
exposed to hypoxia and treated with nandrolone / E.V. Koldysheva, E.L.
Lushnikova, I.S. Proskuryakova // Bulletin of experimental biology and
medicine. − 1999. − Т. 127. № 5. − P 535−539.
283. Koldysheva E.V. Ultrastructural reorganization of rat adrenal cortex after whole
body hyperthermia / E.V. Koldysheva, E.L. Lushnikova // Bulletin of
experimental biology and medicine. − 2008. − Т. 145. № 5. − P. 650−655.
284. Kondo Y. Role of TrkB expression in rat adrenal gland during acute
immobilization stress / Y. Kondo, M. To, J. Saruta [et al.] // Journal of
neurochemistry. − 2013. − V. 124 (2). − P. 224−232.
285. Kramer B. The histology of the adrenal gland of the African elephant,
Loxodonta Africana / B. Kramer, M. Teixeira, J. Hattingh // South African
Journal of Zoology. − 1991. − V. 26 (4). − P. 193−198.
286. Krasnov E.A. Filimarin, a new flavanol glycoside from Filipendula ulmaria and
its antioxidant activity / E.A. Krasnov, E.Y. Avdeeva, V.A. Raldugin //
Pharmaceutical Chemistry Journal. − 2009. − Vol. 43. № 11. − Р. 613−614.
287. Kuo B.R. Regional differen ces in neural crest morphogenesis / B.R. Kuo, C.A.
Erickson // Cell Adh. Migr. − 2010. − V. 4. № 4. − P. 567−585.
288. Kuri B.A. PACAP regulates immediate catecholamine release from adrenal
chromaffin cells in an activity-dependent manner through a protein kinase Cdependent pathway / B.A. Kuri, Sh.-A. Chan, C.B. Smith // Journal of
neurochemistry. − 2009. − V. 110 (4). − P. 1214−1225.
156
289. Lauc G. Stressin and natural killer cell activity in professional soldiers / G.
Lauc, J. Dabelić, J. Dumić [et al.]. In the book Stress of life from molecules to
man / Ed. by P. Csermely Ann. N.Y. Acad. Sci. − 1998. − V. 851. − P.
526−530.
290. Lemos D.R. Twenty-four-hour rhythmic gene expression in the rhesus macaque
adrenal gland / D.R. Lemos, J.L. Downs, H.F. Urbanski // Mol Endocrinol. −
2006. − V. 20. − P. 1164−1176.
291. Liang Z. Control of hypothalamic−pituitary−adrenal stress axis activity by the
intermediate conductance calcium-activated potassium channel, SK4 / Z. Liang,
L. Chen, H. McClafferty [et al.] // The Journal of Physiology. − 2011. − V. 589.
− P. 5965−5986.
292. Li-Ng M. Adrenal insufficiency / M. Li-Ng, L. Kennedy // Journal of surgical
oncology. − 2012. − V. 106 (5). − P. 595−599.
293. Llabres-Diaz F.J. Magnetic resonance imaging of the presumed normal canine
adrenal glands / F.J. Llabres-Diaz, R. Dennis // Veterinary radiology &
ultrasound. − 2003. − V. 44 (1). − P. 5−19.
294. Lushnikova E.L., Koldysheva E.V., Molodykh O.P. Structural reorganization of
the adrenal cortex in oxys rats during ontogeny / E.L. Lushnikova, E.V.
Koldysheva, O.P. Molodykh // Bulletin of Experimental Biology and Medicine.
− 2009. − Т. 147. V. 1. − P. 94−99.
295. Macho L. Hormone response to stress in rat strains of different susceptibility to
immunologic challenge / L. Macho, J. Rovensky, R. Kvetnansky [et al.] //
Endocr. Regul. − 2008. − V. 42. № 1. − P. 23−28.
296. Malek Z.S. Daily rhythm of tryptophan hydroxylase−2 messenger ribonucleic
acid within raphe neurons is induced by corticoid daily surge and modulated by
enhanced locomotor activity / Z.S. Malek, D. Sage, P. Pévet [et al.] //
Endocrinology. − 2007. − V. 148. − P. 5165−5172.
297. Matsuoka H. Molecular mechanisms supporting a paracrine role of GABA in
rat adrenal medullary cells / H. Matsuoka, K. Harada, Y. Endo [et al.] // The
journal of physiology. − 2008. − V. 586 (20). − P. 4825−4842.
157
298. Molodykh O.P. Tissue reorganization of rat adrenal cortex induced by hypoxia
and its correction with nandrolone / O.P. Molodykh, E.L. Lushnikova, E.V.
Koldysheva [et al.] // Bulletin of Experimental Biology and Medicine. − 1999.
− Т. 128. № 7. − P. 754−759.
299. Mooney C.T. The endocrine system, in feline / C.T. Mooney, J.S. Rand, L.M.
Fleeman // Medicine and therapeutics / Third edition (eds E.A. Chandler, C.J.
Gaskell and R.M. Gaskell), Blackwell Publishing Ltd. Oxford, UK, 2008. doi:
10.1002/9780470690727.ch20.
300. Morris B. J. Renin / B. J. Morris // Comprehensive Physiology. 2011. − P.
1−58.
301. Morris J. Endocrine System / J. Morris, J. Dobson // Small animal oncology.
2008. − P. 204−227.
302. Moura E. α2-Adrenoceptor subtypes involved in the regulation of
catecholamine release from the adrenal medulla of mice / E. Moura, J. Afonso,
L. Hein [et al.] // British journal of pharmacology − V. 149 (8). − 2006. − P.
1049−1058.
303. Mukai
K.
Conditionally
immortalized
adrenocortical
cell
lines
at
undifferentiated states exhibit inducible expression of glucocorticoidsynthesizing genes / K. Mukai, H. Nagasawa, R. Agake-Suzuki [et al.] //
European journal of biochemistry. − 2002. − V. 269 (1). − P. 69−81.
304. Murray S.A. ACTH and adrenocortical gap junctions / S.A. Murray, K. Davis,
V. Gay // Microscopy research and technique. − 2003. − V. 61 (3). − P.
240−246.
305. Nadeau S. Glucocorticoids play a fundamental role in protecting the brain
during innate immune response / S. Nadeau, S. Rivest // J. Neurosci. − 2003. −
V. 23. № 13.− P. 5536−5544.
306. Niederhoffer N. Effects of cannabinoids on adrenaline release from adrenal
medullary cells / N. Niederhoffer, H.H. Hansen, J.J. Fernandez-Ruiz, [et al.] //
British journal of pharmacology. − V. 134 (6). − 2001. − P. 1319−1327.
158
307. O’Connor K.A. Inescapable shock induces resistance to the effects of
dexamethasone / K.A. O’Connor, J.D. Johnson, S.E. Hammack, [et al.] //
Psychoneuroendocrinology. − 2003. − V. 28. № 4. − P. 481−500.
308. Ohta Y. Water-immersion restraint stress disrupts nonenzymatic antioxidant
defense systems through rapid and continuous ascorbic acid depletion in the
adrenal gland of rats / Y. Ohta, K. Yashiro, S. Kaida, [et al.] // Cell
biochemistry and function. − 2013. − V. 31 (3). − P. 254−262.
309. Oster H. The circadian rhythm of glucocorticoids is regulated by a gating
mechanism residing in the adrenal cortical clock / H. Oster, S. Damerow, S.
Kiessling [et al.] // Cell Metab. − 2006. − V. 4 (2). − P. 163−173.
310. Owens M.J. The role of corticotrophin-releasing factor in the pathophysiology
of affective and anxiety disorders: laboratory and clinical studies: Ciba Found
Symp. / M.J. Owens, Ch.B. Nemeroff − 1993. − V. 172 − .P. 296–308.
311. Päth G. The role of interleukin−6 in the human adrenal gland / G. Päth, W.A.
Scherbaum, S.R. Bornstein // European journal of clinical investigation − 2000.
− V. 30 (s3). − P. 91−95.
312. Pey P. Contrast-enhanced ultrasonography of the normal canine adrenal gland
/P. Pey, M. Vignoli, H. Haers [et al.] // Veterinary radiology & ultrasound. −
2011. − V. 52 (5). − P. 560−567.
313. Pey P. Effect of glucocorticoid administration on adrenal gland size and
sonographic appearance in beagle dogs / P. Pey, S. Daminet, P.M. Smets [et al.]
// Veterinary radiology & ultrasound. − 2012. − V. 53 (2). − P. 204−209.
314. Qiu S. Chromaffin cells of the adrenal gland in the beagle Dog / S. Qiu, Y. Du,
L. Wang [et al.] // Anatomia, histologia, embryologia. − 2013. − V. 42 (2). − P.
144−150.
315. Renshaw
D.
Adrenomedullin
receptor
is
found
exclusively
in
noradrenaline−secreting cells of the rat adrenal medulla / D. Renshaw, L.M.
Thomson, G.J. Michael [et al.] // Journal of neurochemistry. − 2000. − V. 74
(4). − P. 1766−1772.
159
316. Rijswijk A.W. The influence of the adrenals of the springbok (Antidorcas
marsupialis) / A.W. Rijswijk, F. Vorster //J. S. Afr. Vet. Assoc. − 1995. − №4.
− P.251−253.
317. Roberts S.A. Fall and winter hormone concentrations velated to stress in pings
identified as hormonal and carrier for stress susceptibility / S.A. Roberts, A.L.
Schaefer, A.C. Murray [et al.] // Chronobiol. Int. − 1998. − V.3. − P. 275−281.
318. Sabban E.L. Catecholamines and stress, in stress − from molecules to behavior:
a comprehensive analysis of the neurobiology of stress responses / E.L. Sabban:
eds H. Soreq, A. Friedman, D. Kaufer. Wiley−VCH Verlag GmbH & Co.
KGaA. Weinheim. 2009 Germany. doi: 10.1002/9783527628346.ch2.
319. Sandow J. Hormones: 1. Hormone Systems. / J. Sandow // Ullmann's
Encyclopedia of Industrial Chemistry. 2011. DOI: 10.1002/14356007.
320. Schmidt R.E. Endocrine System. / R.E .Schmidt, D.R. Reavill, D.N. Phalen //
Pathology of pet and aviary birds. 2008. − P. 121−130.
321. Schwarz T. Adrenal Glands / T. Schwarz, J. Saunders // Veterinary computed
tomography. 2013. − P. 351−355.
322. Séguin B. Endocrine System / B. Séguin, L. Brownlee, P.J. Walsh // Veterinary
surgical oncology. 2013. − P. 405−441.
323. Simon G. Histogenesis / G. Simon // Comprehensive Physiology. 2011. − P.
101−108.
324. Strassberger F.G. Die hyniere van die Africa-olifant (Loxodonta africana):
Enkele waarnemings.l. Die Raspel, zona glomerulosa en zona fasciculate / F.G.
Strassberger, M.M. Nel, P.P. Nel // SA. Tydskrif Naturweterskap Teglnol. −
1994. − V. 3. − Р.88−96.
325. Straub R.H. Integrated evolulutionary, immunological, and neuroendocrine
framework for the pathogenesis of chronic disabling inflammatory diseases /
R.H. Straub, H. Besedovsky // FASEB J. − 2003. − V.17. − P. 2176−2183.
326. Stroth N. Eiden PACAP: a master regulator of neuroendocrine stress circuits
and the cellular stress response / N. Stroth, Y. Holighaus, D. Ait−Ali [et al.] //
160
Annals of the new york academy of sciences. − 2011. − V. 1220 (1). − P.
49−59.
327. Structure and development of the endocrine system // Clinical endocrine
oncology: second edition Hay I. D., Wass J. A.H.. 2009. − P. 1−17.
328. Suzuci T. Similarities and differences in supportig and chromaffin cells in the
mammalian adrenal medullarae: An immuno-histochemical study / T. Suzuci,
T. Kachi //Anat. Rec. − 1996. − №3. − P.358−365.
329. Tanaka S. Adrenocortical zonation in chamois-coloured mastomys, Praomys
coucha / S. Tanaka, M. Nozaki, A. Matsuzawa // Lab. Anim. − 1995. − №2. −
P.212−217.
330. Thomas M. Role of adrenocorticotropic hormone in the development and
maintenance of the adrenal cortical vasculature / M. Thomas, M. Keramidas, E.
Monchaux [et al.] // Microscopy research and technique. − 2003. − V. 61 (3). −
P. 247−251.
331. Torres−Farfan C. Immunocytochemical demonstration of day/night changes of
clock gene protein levels in the murine adrenal gland: differences between
melatonin-proficient (C3H) and melatonin-deficient (C57BL) mice / C.
Torres−Farfan, M. Serón−Ferré, V. Dinet [et al.] // J. Pineal. Res. − 2006. − V.
40. − P. 64−70.
332. Torres−Farfan C. Maternal melatonin effects on clock gene expression in a
nonhuman primate fetus / C. Torres−Farfan, V. Rocco, C. Monsó [et al.] //
Endocrinology. − 2006. − V. 147. − P. 4618−4626.
333. Tsuchimochi H. Centrally evoked increase in adrenal sympathetic outflow
elicits immediate secretion of adrenaline in anaesthetized rats / H. Tsuchimochi,
T. Nakamoto, K. Matsukawa // Experimental physiology. − 2010. V. 95 (1). −
P. 93−106.
334. Ulrich-Lai Y.M. Rat adrenal transplants are reinnervated: an invalid model of
denervated adrenal cortical tissue / Y.M. Ulrich−Lai, W.C. Engeland // Journal
of neuroendocrinology. − 2000. V. 12 (9)/ − P. 881−893.
161
335. Unsicker K. Nerve growth factor-induced fiber outgrowth from isolated rat
adrenal chromaffin cells: impairment by glucocorticoids / K. Unsicker, B.
Krisch, U. Otten [et al.] // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1978. V. 75. № 7. − P.
3498−3502.
336. Unsicker K. The chromaffin cell: paradigm in cell, developmental and growth
factor biology / K. Unsicker // J. Anat. − 1993. − V. 183. № 2. − P. 207−221.
337. Vaidya B. Recent advances in the molecular genetics of congenital and
acquired primary adrenocortical failure / B. Vaidya, S. Pearce, P.
Kendall−Taylor // Clinical endocrinology. − 2000. − V. 53 (4). − P. 403−418.
338. Valenzuela F.J. Clock gene expression in adult primate suprachiasmatic nuclei
and adrenal: is the adrenal a peripheral clock responsive to melatonin? / F.J.
Valenzuela, C. Torres-Farfan, H.G. Richter [et al.] // Endocrinology. − 2008. −
V. 149. − P. 1454−1461.
339. Vasiliauskas A. Influence of herb Filipendula ulmaria (L.) Maxim. tincture on
pro-/antioxidant status in gastric tissue with indomethacin−induced gastric ulcer
in rats / A. Vasiliauskas, A. Utkus, A. Matulevičienė [et al.] // Acta Medica
Lituanica. − 2004. − V. 11. № 1.− Р. 31−36.
340. Vinson G.P. Adrenal cortex / G.P. Vinson, B.J. Whitehouse, J.P. Hinson //
Encyclopedia of Stress. Oxford: Academic Press. 2nd ed. 2007. V. 1. − Р.
38−51.
341. Vinson G.P. Adrenocortical zonation and ACTH / G.P. Vinson // Microscopy
research and technique − 2003. − V. 61 (3). − P. 227−239.
342. Vuković S. Histological structure of the adrenal gland of the Bottlenose
Dolphin (Tursiops truncatus) and the Striped Dolphin (Stenella coeruleoalba)
from the Adriatic Sea / S. Vuković, H. Lucić, A. Zivković, [et al.] // Anatomia,
histologia, embryologia. − 2010. − V. 39 (1). − P. 59−66.
343. Walker C.-D. Development of the hypothalamic-pituitary-adrenal axis and the
stress response / C.-D. Walker, K.J.S. Anand, P.M. Plotsky // Comprehensive
Physiology. 2011. − P. 237−270.
162
344. Weidemann H. Diverse effects of stress and additional adrenocorticotropic
hormone on digitalis−like compounds in normal and nude mice / H.
Weidemann,
N.
Salomon,
T.
Avnit-Sagi
[et
al.]
//
Journal
of
neuroendocrinology. − 2004. − V. 16 (5). − P. 458−463.
345. Whitworth E.J. Adrenal neuropeptides: Regulation and interaction with ACTH
and other adrenal regulators / E.J. Whitworth, O. Kosti, D. Renshaw [et al.] //
Microscopy research and technique. − 2003 − V. 61 (3). − P. 259−267.
346. Wilkinson C.W. Circadian clocks: showtime for the adrenal cortex / C.W.
Wilkinson // Endocrinology. − 2008. − V. 149 (4). − P. 1451−1453.
347. Willenberg H.S. Role of Interleukin−6 in stress response in normal and
tumorous adrenal cells and during chronic inflammation / H.S. Willenberg, G.
Päth, T.A. Vögeli [et al.] // Annals of the new york academy of sciences. −
2002. − V. 966 (1). − P. 304−314.
348. Yonekubo K. Inhibitory effects of cortical steroids and adrenocorticotropic
hormone on catecholamine secretion in guinea-pig perfused adrenal glands / K.
Yonekubo, T. Ohta, Y. Nakazato [et al.] // Autonomic and autacoid
pharmacology. − 2002. − V. 22 (2). − P. 93−101.
349. Young J.B. Synthesis, storage, and secretion of adrenal medullary hormones:
physiology and pathophysiology / J.B. Young, L. Landsberg // Comprehensive
physiology. 2011. − P. 3−19.
350. Zimmer C. Ultrasonographic examination of the adrenal gland and evaluation
of the hypophyseal-adrenal axis in 20 cats / C. Zimmer, A. Hörauf, C. Reusch //
Journal of small animal practice. − 2000. − V. 41 (4). − P. 156−160.
163
ПРИЛОЖЕНИЯ
164
Таблица 1. Показатели коэффициентов парной корреляции структур надпочечника крольчих в норме (контрольная группа)
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28
1
1
-0,18
-0,89
0,84
0,08
-0,79
0,09
-0,26
-0,21
-0,73
-0,33
0,57
-0,81
-0,17
-0,28
-0,4
0,07
0,35
0,21
0,74
0,28
-0,44
-0,11
0,18
-0,47
-0,05
-0,58
-0,11
2
-0,18
1
0,31
-0,26
0,27
0,43
0,02
0,45
0
0,41
0,38
-0,23
0,24
-0,08
-0,22
0,44
0,34
0,32
-0,25
-0,05
0,11
0,23
0,5
0,01
0,48
0,18
-0,07
0,17
3
-0,89
0,31
1
-0,96
-0,06
0,85
0,27
0,56
0,43
0,64
0,64
-0,26
0,86
0,13
0,05
0,67
0,28
-0,18
-0,04
-0,5
-0,26
0,63
0,3
-0,05
0,59
0,3
0,45
0,4
4
0,84
-0,26
-0,96
1
0,27
-0,77
-0,39
-0,51
-0,42
-0,6
-0,66
0,12
-0,94
-0,33
-0,22
-0,59
-0,19
0,21
-0,07
0,55
0,14
-0,71
-0,41
0,16
-0,83
-0,49
-0,37
-0,57
5
0,08
0,27
-0,06
0,27
1
0,31
-0,19
0,26
-0,25
0,23
-0,08
-0,42
-0,43
-0,78
-0,74
0,17
0,52
0,46
-0,6
0,49
-0,03
-0,26
-0,28
0,89
0,69
-0,58
0,51
-0,49
6
-0,79
0,43
0,85
-0,77
0,31
1
0,75
0,57
0
0,89
0,49
-0,52
0,7
0
-0,04
0,44
0,39
0,05
-0,43
-0,32
0,08
0,59
0,29
0,22
0,85
0,18
0,67
0,29
7
0,09
0,02
0,27
-0,39
-0,19
0,75
1
0,5
0,2
0,03
0,59
0,61
0,36
0,33
-0,06
0,24
0,52
0,37
0,3
0,35
0,4
0,52
0,59
0,27
0,17
0,75
-0,15
0,86
8
-0,26
0,45
0,56
-0,51
0,26
0,57
0,5
1
0,5
0,26
0,93
0,19
0,28
0,4
-0,54
0,71
0,82
0,3
0,25
0,3
-0,05
0,55
0,48
0,57
0,73
0,46
0,36
0,52
9
-0,21
0
0,43
-0,42
-0,25
0
0,2
0,5
1
-0,38
0,64
0,5
0,19
-0,06
-0,35
0,79
0,33
-0,13
0,71
0,04
-0,74
0,18
0,11
0
0
0,21
-0,11
0,24
10
-0,73
0,41
0,64
-0,6
0,23
0,89
0,03
0,26
-0,38
1
0,19
-0,75
0,66
0,15
0,26
0,05
0,75
-0,04
-0,63
-0,5
0,93
0,5
0,65
0,03
0,68
0,12
0,63
0,17
11
-0,33
0,38
0,64
-0,66
-0,08
0,49
0,59
0,93
0,64
0,19
1
0,35
0,48
0,21
0,76
0,71
0,66
0,13
0,47
0,75
-0,08
0,67
0,59
0,32
0,5
0,68
0,12
0,71
12
0,57
-0,23
-0,26
0,12
-0,42
-0,52
0,61
0,19
0,5
-0,75
0,35
1
-0,19
0,22
-0,82
0,14
0,25
0,2
0,8
0,53
0
0,05
0,29
0,08
-0,43
0,52
-0,61
0,52
13
-0,81
0,24
0,86
-0,94
-0,43
0,7
0,36
0,28
0,19
0,66
0,48
-0,19
1
0,52
0,5
0,33
-0,90
-0,27
-0,01
-0,69
0,06
0,7
0,46
-0,36
0,26
0,54
0,19
0,6
14
-0,17
-0,08
0,13
-0,33
-0,78
0
0,33
0,4
-0,06
0,15
0,21
0,22
0,52
1
0,77
-0,34
-0,45
-0,13
0,39
-0,42
0,45
0,79
0,6
-0,31
-0,33
0,75
-0,15
0,66
15
-0,28
-0,22
0,05
-0,22
-0,74
-0,04
-0,06
-0,54
-0,35
0,26
0,76
-0,82
0,5
0,77
1
-0,55
-0,78
-0,45
-0,01
-0,75
0,36
0,18
0,15
-0,69
-0,5
0,32
-0,16
0,23
16
-0,4
0,44
0,67
-0,59
0,17
0,44
0,24
0,71
0,79
0,05
0,71
0,14
0,33
-0,34
-0,55
1
0,63
0,07
0,23
0,05
-0,6
0,31
0,18
0,14
0,49
0,11
0,08
0,2
17
0,07
0,34
0,28
-0,19
0,52
0,39
0,52
0,82
0,33
0,75
0,66
0,25
-0,9
-0,45
-0,78
0,63
1
0,35
0,03
0,61
-0,01
0,41
0,2
0,64
0,76
0,2
0,19
0,31
18
0,35
0,32
-0,18
0,21
0,46
0,05
0,37
0,3
-0,13
-0,04
0,13
0,2
-0,27
-0,13
-0,45
0,07
0,35
1
-0,05
0,63
0,29
-0,36
0,24
0,52
0,31
0,04
0,01
0,74
19
0,21
-0,25
-0,04
-0,07
-0,6
-0,43
0,3
0,25
0,71
-0,63
0,47
0,8
-0,01
0,39
-0,01
0,23
0,03
-0,05
1
0,17
-0,28
0,08
0,21
-0,04
-0,42
0,51
-0,38
0,44
20
0,74
-0,05
-0,5
0,55
0,49
-0,32
0,35
0,3
0,04
-0,5
0,75
0,53
-0,69
-0,42
-0,75
0,05
0,61
0,63
0,17
1
0,14
-0,26
0
0,75
0,13
-0,04
-0,11
0
21
0,28
0,11
-0,26
0,14
-0,03
0,08
0,4
-0,05
-0,74
0,93
-0,08
0
0,06
0,45
0,36
-0,6
-0,01
0,29
-0,28
0,14
1
0,26
0,4
0,12
0,03
0,46
-0,05
0,43
22
-0,44
0,23
0,63
-0,71
-0,26
0,59
0,52
0,55
0,18
0,5
0,67
0,05
0,7
0,79
0,18
0,31
0,41
-0,36
0,08
-0,26
0,26
1
0,52
0
0,37
0,7
0,14
0,73
23
-0,11
0,5
0,3
-0,41
-0,28
0,29
0,59
0,48
0,11
0,65
0,59
0,29
0,46
0,6
0,15
0,18
0,2
0,24
0,21
0
0,4
0,52
1
0,14
0,17
0,75
-0,13
0,75
24
0,18
0,01
-0,05
0,16
0,89
0,22
0,27
0,57
0
0,03
0,32
0,08
-0,36
-0,31
-0,69
0,14
0,64
0,52
-0,04
0,75
0,12
0
0,14
1
0,61
-0,06
0,54
0,01
25
-0,47
0,48
0,59
-0,83
0,69
0,85
0,17
0,73
0
0,68
0,5
-0,43
0,26
-0,33
-0,5
0,49
0,76
0,31
-0,42
0,13
0,03
0,37
0,17
0,61
1
-0,02
0,73
0,09
26
-0,05
0,18
0,3
-0,49
-0,58
0,18
0,75
0,46
0,21
0,12
0,68
0,52
0,54
0,75
0,32
0,11
0,2
0,04
0,51
-0,04
0,46
0,7
0,75
-0,06
-0,02
1
-0,24
0,97
27
-0,58
-0,07
0,45
-0,37
0,51
0,67
-0,15
0,36
-0,11
0,63
0,12
-0,61
0,19
-0,15
-0,16
0,08
0,19
0,01
-0,38
-0,11
-0,05
0,14
-0,13
0,54
0,73
-0,24
1
-0,17
28
-0,11
0,17
0,4
-0,57
-0,49
0,29
0,86
0,52
0,24
0,17
0,71
0,52
0,6
0,66
0,23
0,2
0,31
0,74
0,44
0
0,43
0,73
0,75
0,01
0,09
0,97
-0,17
1
Примечание: 1-ширина капсулы;2-ширина коркового вещества;3-ширина мозгового вещества;4-ширина клубочковой зоны;5-ширина пучковой зоны;6- ширина сетчатой
зоны;7- эпителиоцита клубочковой зоны;8- ядра эпителиоцита клубочковой зоны;9- эпителиоцита пучковой зоны;10- ядра эпителиоцита пучковой зоны;11-
эпителиоцита сетчатой зоны;12- ядра эпителиоцита сетчатой зоны;13- эпителиоцита мозгового вещества;14- ядра эпителиоцита мозгового вещества;15- ширина
эпителиальных тяжей в пучковой зоне;16-ширина эпителиальных тяжей в мозговом веществе;17- прекапилляра клубочковой зоны;18- капилляра клубочковой
зоны;19- посткапилляра клубочковой зоны;20- прекапилляра пучковой зоны;21- капилляра пучковой зоны;22- посткапилляра пучковой зоны;23- прекапилляра
сетчатой зоны;24- капилляра сетчатой зоны;25- посткапилляра сетчатой зоны;26- прекапилляра мозгового вещества;27- капилляра мозгового вещества;28-
посткапилляра мозгового вещества.
Таблица 2. Показатели коэффициентов парной корреляции структур надпочечника крольчих на 14 сутки стресс-реакции
1
1
1
2
3
4
0,32
-0,71
0,92
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
0,09
0,80
0,92
0,27
0,27
0,27
-0,39
0,71
-0,75
0,57
0,40
-0,39
0,40
-0,26
0,22
-0,75
0,09
0,89
-0,53
0,44
0,95
0,31
0,25
-0,62
28
2
0,32
1
-0,00
-0,01
0,86
0,81
-0,01
-0,82
-0,82
-0,82
0,16
-0,39
0,01
-0,19
0,46
0,51
0,00
-0,22
-0,77
0,01
-0,08
0,30
-0,97
0,92
0,15
0,92
0,69
-0,15
3
-0,71
-0,00
1
-0,58
-0,18
-0,34
-0,58
-0,33
-0,33
-0,33
-0,24
-0,84
0,18
-0,00
0,37
0,00
-0,93
0,81
-0,64
0,18
-0,76
-0,93
0,14
0,12
-0,88
-0,29
-0,51
0,97
4
0,92
-0,01
-0,58
1
-0,30
0,57
0,99
0,58
0,58
0,58
-0,64
0,81
-0,90
0,80
0,43
-0,71
0,23
0,00
0,41
-0,90
-0,08
0,72
-0,23
0,21
0,87
-0,08
-0,13
-0,42
5
0,09
0,86
-0,18
-0,30
1
0,52
-0,30
-0,87
-0,87
-0,87
0,64
-0,37
0,45
-0,64
-0,07
0,85
0,35
-0,58
-0,56
0,45
0,38
0,31
-0,76
0,59
0,07
0,97
0,93
-0,38
6
0,80
0,81
-0,34
0,57
0,52
1
0,58
-0,33
-0,33
-0,33
-0,24
0,14
-0,52
0,31
0,63
0,00
0,13
-0,16
-0,39
-0,52
-0,11
0,66
-0,93
0,88
0,63
0,70
0,49
-0,37
7
0,92
-0,00
-0,58
0,99
-0,30
0,58
1
0,58
0,58
0,58
-0,64
0,81
-0,90
0,80
0,43
-0,71
0,23
-0,00
0,41
-0,90
-0,08
0,72
-0,23
0,22
0,87
-0,07
-0,13
-0,42
8
0,27
-0,82
-0,33
0,58
-0,87
-0,33
0,58
1
0,99
0,99
-0,51
0,78
-0,53
0,62
-0,12
-0,82
0,13
0,16
0,86
-0,53
0,01
0,17
0,66
-0,63
0,38
-0,79
-0,63
-0,12
9
0,26
-0,82
-0,33
0,58
-0,87
-0,33
0,58
0,99
1
1
-0,51
0,77
-0,53
0,62
-0,12
-0,82
0,13
0,16
0,86
-0,53
0,01
0,17
0,66
-0,63
0,38
-0,79
-0,63
-0,12
10
0,27
-0,82
-0,33
0,58
-0,87
-0,33
0,58
0,99
1
1
-0,51
0,77
-0,53
0,62
-0,12
-0,82
0,13
0,16
0,86
-0,53
0,01
0,17
0,66
-0,63
0,38
-0,79
-0,63
-0,12
11
-0,39
0,16
-0,24
-0,64
0,64
-0,24
-0,64
-0,51
-0,51
-0,50
1
-0,22
0,90
-0,97
-0,79
0,90
0,59
-0,77
-0,28
0,90
0,79
0,06
-0,21
-0,23
-0,19
0,48
0,73
-0,43
12
0,70
-0,39
-0,84
0,80
-0,37
0,14
0,80
0,78
0,77
0,77
-0,22
1
-0,52
0,45
-0,19
-0,52
0,64
-0,38
0,85
-0,52
0,43
0,75
0,21
-0,33
0,85
-0,23
-0,03
-0,69
13
-0,75
0,00
0,18
-0,90
0,45
-0,52
-0,90
-0,53
-0,53
-0,53
0,90
-0,52
1
-0,97
-0,72
0,85
0,21
-0,42
-0,16
1
0,50
-0,38
0,21
-0,33
-0,59
0,24
0,42
-0,11
14
0,57
-0,19
-0,00
0,80
-0,64
0,31
0,80
0,62
0,62
0,62
-0,97
0,45
-0,97
1
0,70
-0,94
-0,37
0,59
0,19
-0,97
-0,62
0,16
-0,43
0,17
0,41
-0,46
-0,64
0,21
15
0,40
0,46
0,37
0,43
-0,07
0,63
0,43
-0,12
-0,12
-0,12
-0,79
-0,19
-0,72
0,70
1
-0,46
-0,65
0,67
-0,56
-0,72
-0,84
-0,03
-0,55
0,76
0,10
0,08
-0,29
0,44
16
-0,39
0,51
0,00
-0,71
0,85
0,00
-0,71
-0,82
-0,82
-0,82
0,90
-0,52
0,85
-0,94
-0,46
1
0,32
-0,59
-0,42
0,85
0,52
-0,04
-0,32
0,15
-0,31
0,71
0,79
-0,22
17
0,40
0,00
-0,93
0,23
0,35
0,13
0,23
0,13
0,13
0,13
0,59
0,64
0,21
-0,37
-0,65
0,32
1
-0,95
0,58
0,21
0,95
0,77
-0,05
-0,25
0,65
0,37
0,67
-0,97
18
-0,25
-0,21
0,80
0,00
-0,58
-0,16
-0,00
0,16
0,16
0,16
-0,77
-0,38
-0,42
0,59
0,67
-0,59
-0,95
1
-0,34
-0,42
-0,96
-0,67
0,19
0,12
-0,48
-0,57
-0,84
0,91
19
0,22
-0,77
-0,64
0,41
-0,56
-0,39
0,41
0,86
0,86
0,87
-2,82
0,85
-0,16
0,19
-0,56
-0,42
0,58
-0,34
1
-0,16
0,52
0,37
0,65
-0,77
0,47
-0,53
-0,22
-0,50
20
-0,75
0,01
0,18
-0,90
0,45
-0,52
-0,90
-0,53
-0,53
-0,53
0,90
-0,52
1
-0,97
-0,72
0,85
0,21
-0,42
-0,16
1
0,50
-0,38
0,21
-0,33
-0,59
0,24
0,42
-0,11
21
0,09
-0,08
-0,76
-0,08
0,38
-0,11
-0,08
0,01
0,01
0,01
0,79
0,43
0,50
-0,62
-0,84
0,52
0,95
-0,96
0,52
0,50
1
0,54
0,10
-0,40
0,37
0,33
0,67
-0,84
22
0,89
0,30
-0,93
0,72
0,31
0,66
0,72
0,17
0,17
0,17
0,06
0,75
-0,38
0,16
-0,03
-0,04
0,77
-0,67
0,37
-0,38
0,54
1
-0,46
0,24
0,96
0,47
0,56
-0,91
23
-0,53
-0,97
0,14
-0,23
-0,76
-0,93
-0,23
0,66
0,66
0,66
-0,21
0,20
0,21
-0,43
-0,55
-0,32
-0,05
0,19
0,65
0,21
0,10
-0,46
1
-0,95
-0,35
-0,87
-0,64
0,24
24
0,44
0,92
0,12
0,21
0,59
0,88
0,22
-0,63
-0,63
-0,63
-0,23
-0,31
-0,33
0,17
0,76
0,15
-0,25
0,12
-0,77
-0,33
-0,40
0,24
-0,95
1
0,19
0,71
0,38
0,05
25
0,94
0,15
-0,88
0,87
0,07
0,63
0,87
0,38
0,38
0,38
-0,19
0,85
-0,59
0,41
0,10
-0,31
0,65
-0,48
0,47
-0,59
0,37
0,96
-0,35
0,19
1
0,26
0,33
-0,81
26
0,31
0,92
-0,29
-0,08
0,97
0,70
-0,07
-0,79
-0,79
-0,79
0,48
-0,23
0,24
-0,46
0,08
0,71
0,37
-0,57
-0,53
0,24
0,33
0,47
-0,87
0,71
0,26
1
0,92
-0,46
27
0,25
0,69
-0,51
-0,13
0,93
0,49
-0,13
-0,63
-0,63
-0,63
0,73
-0,03
0,42
-0,64
-0,29
0,79
0,67
-0,84
-0,22
0,42
0,67
0,56
-0,64
0,38
0,33
0,92
1
-0,69
28
-0,62
-0,152
0,97
-0,429
-0,38
-0,37
-0,42
-0,12
-0,12
-0,12
-0,43
-0,69
-0,11
0,20
0,44
-0,22
-0,97
0,91
-0,50
-0,11
-0,84
-0,91
0,24
0,05
-0,81
-0,46
-0,69
1
Примечание: 1-ширина капсулы;2-ширина коркового вещества;3-ширина мозгового вещества;4-ширина клубочковой зоны;5-ширина пучковой зоны;6- ширина сетчатой зоны;7-
эпителиоцита клубочковой зоны;8- ядра эпителиоцита клубочковой зоны;9- эпителиоцита пучковой зоны;10- ядра эпителиоцита пучковой зоны;11- эпителиоцита сетчатой зоны;12 ядра эпителиоцита сетчатой зоны;13- эпителиоцита мозгового вещества;14- ядра эпителиоцита мозгового вещества;15- ширина эпителиальных тяжей в пучковой зоне;16-ширина
эпителиальных тяжей в мозговом веществе;17- прекапилляра клубочковой зоны;18- капилляра клубочковой зоны;19- посткапилляра клубочковой зоны;20- прекапилляра пучковой
зоны;21- капилляра пучковой зоны;22- посткапилляра пучковой зоны;23- прекапилляра сетчатой зоны;24- капилляра сетчатой зоны;25- посткапилляра сетчатой зоны;26 -
прекапилляра мозгового вещества;27- капилляра мозгового вещества;28 - посткапилляра мозгового вещества.
166
Таблица 3. Показатели коэффициентов парной корреляции структур надпочечника крольчих при воздействии препарата «Лигфол» на 14
сутки стресс-реакции
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28
1
1
1
-0,13
-0,45
0,56
-0,27
-0,72
0,20
-0,34
0,04
-0,59
-0,41
0,09
0,29
-0,85
0,87
-0,33
-0,09
-0,89
0,59
-0,45
-0,45
0,24
-0,08
0,45
0,02
0,08
-0,61
-0,37
2
-0,13
1
0,69
-0,82
0,45
0,16
-0,20
-0,88
-0,13
-0,31
0,61
-0,32
-0,08
0,53
0,05
-0,36
0,87
0,46
0,24
-0,74
-0,17
-0,99
0,87
0,74
0,57
-0,87
-0,68
0,52
3
-0,45
0,69
1
-0,95
0,93
-0,06
0,41
-0,50
0,52
0,46
0,09
0,35
0,44
0,44
-0,57
0,43
0,28
0,42
0,40
-0,06
-0,48
-0,66
0,28
0,06
0,87
-0,28
-0,33
0,97
4
0,56
-0,82
-0,95
1
-0,77
-0,21
-0,11
0,55
-0,24
-0,29
-0,40
-0,05
-0,15
-0,67
0,52
-0,18
-0,52
-0,64
-0,18
0,21
0,23
0,83
-0,52
-0,21
-0,71
0,52
0,30
-0,85
5
-0,27
0,45
0,93
-0,77
1
-0,38
0,72
-0,39
0,80
0,61
-0,28
0,67
0,74
0,11
-0,56
0,66
-0,04
0,10
0,62
0,12
-0,73
-0,39
-0,04
-0,12
0,94
0,04
-0,32
0,99
6
-0,72
0,16
-0,06
-0,21
-0,38
1
-0,82
0,25
-0,72
-0,09
0,83
-0,74
-0,87
0,87
-0,30
-0,38
0,46
0,88
-0,91
0,00
0,90
-0,30
0,45
-0,00
-0,54
-0,45
0,52
-0,25
7
0,20
-0,20
0,41
-0,11
0,72
-0,82
1
-0,00
0,99
0,63
-0,87
0,98
0,99
-0,56
-0,30
0,83
-0,64
-0,54
0,78
0,42
-0,88
0,30
-0,63
-0,42
0,70
0,63
-0,18
0,62
8
-0,34
-0,88
-0,50
0,55
-0,39
0,25
-0,00
1
-0,31
0,49
-0,31
0,17
-0,16
-0,07
-0,41
0,41
-0,74
0,01
-0,57
0,87
0,46
0,82
-0,74
-0,87
-0,66
0,74
0,94
-0,40
0,72
9
0,04
-0,13
0,52
-0,24
0,80
-0,72
0,99
-0,31
1
0,72
-0,80
0,98
0,97
-0,42
-0,44
0,88
-0,60
-0,39
0,72
0,46
-0,84
0,22
-0,59
-0,46
0,74
0,59
-0,13
10
-0,59
-0,31
0,46
-0,29
0,61
-0,09
0,63
0,49
0,72
1
-0,48
0,74
0,52
0,10
-0,90
0,96
-0,64
0,17
0,05
0,85
-0,25
0,30
-0,64
-0,85
0,34
0,64
0,52
0,60
11
-0,41
0,61
0,09
-0,40
-0,28
0,83
-0,87
-0,31
-0,80
-0,48
1
-0,89
-0,83
0,82
0,06
-0,70
0,87
0,78
-0,59
-0,54
0,67
-0,71
0,87
0,54
-0,27
-0,87
-0,04
-0,15
12
0,10
-0,32
0,35
-0,05
0,67
-0,74
0,98
0,17
0,98
0,74
-0,89
1
0,94
-0,52
-0,41
0,90
-0,74
-0,48
0,65
0,58
-0,78
0,41
-0,74
-0,58
0,60
0,74
0
0,57
13
0,29
-0,08
0,44
-0,15
0,74
-0,87
0,99
-0,16
0,97
0,52
-0,83
0,94
1
-0,58
-0,19
0,73
-0,52
-0,57
0,87
0,27
-0,94
0,19
-0,52
-0,27
0,77
0,52
-0,33
0,64
14
-0,85
0,53
0,44
-0,67
0,11
0,87
-0,56
-0,07
-0,42
0,10
0,82
-0,52
-0,58
1
-0,51
-0,17
0,60
0,99
-0,61
-0,09
0,57
-0,64
0,59
0,09
-0,05
-0,59
0,26
0,25
15
0,87
0,05
-0,57
0,52
-0,56
-0,30
-0,30
-0,41
-0,44
-0,90
0,06
-0,41
-0,19
-0,51
1
-0,75
0,30
-0,57
0,23
-0,71
-0,04
1,54
0,30
0,71
-0,26
-0,30
-0,58
-0,61
16
-0,33
-0,36
0,43
-0,18
0,66
-0,38
0,83
0,41
0,88
0,96
-0,70
0,90
0,73
-0,17
-0,75
1
-0,74
-0,11
0,30
0,81
-0,48
0,39
-0,74
-0,81
0,46
0,74
0,35
0,61
17
-0,85
0,87
0,28
-0,52
-0,04
0,46
-0,64
-0,74
-0,59
-0,64
0,87
-0,74
-0,52
0,60
0,30
-0,74
1
0,53
-0,13
-0,85
0,25
-0,90
0,99
0,85
0,10
-0,99
-0,52
0,05
18
-0,89
0,46
0,42
-0,64
0,10
0,88
-0,54
0,01
-0,39
0,17
0,78
-0,48
-0,57
0,99
-0,57
-0,11
0,53
1
-0,64
0
0,59
-0,57
0,52
-0,37
-0,08
-0,52
0,34
0,24
19
0,59
0,24
0,40
-0,18
0,62
-0,91
0,78
-0,57
0,72
0,05
-0,59
0,65
0,87
-0,61
0,23
0,31
-0,13
-0,64
1
-0,24
-0,98
-0,11
-0,13
0,24
0,81
0,13
-0,75
0,52
20
-0,45
-0,74
-0,06
0,21
0,12
0,00
0,42
0,87
0,46
0,85
-0,54
0,58
0,27
-0,09
-0,71
0,81
-0,85
0
-0,24
1
0,06
0,71
-0,85
-1
-0,16
0,85
0,82
0,10
21
-0,45
-0,17
-0,48
0,23
-0,73
0,90
-0,88
0,46
-0,84
-0,25
0,67
-0,78
-0,94
0,57
-0,04
-0,48
0,25
0,59
-0,98
0,06
1
0,04
0,25
-0,06
-0,85
-0,25
0,63
-0,63
22
0,24
-0,99
-0,66
0,83
-0,39
-0,30
0,30
0,82
0,22
0,30
-0,71
0,41
0,19
-0,64
0,15
0,39
-0,90
-0,57
-0,11
0,71
0,04
1
-0,90
-0,71
-0,48
0,90
0,58
-0,48
23
-0,08
0,87
0,28
-0,52
-0,04
0,45
-0,63
-0,74
-0,59
-0,64
0,87
-0,74
-0,52
0,59
0,30
-0,74
0,99
0,52
-0,13
-0,85
0,25
-0,90
1
0,85
0,10
-1
-0,52
0,05
24
0,45
0,74
0,06
-0,21
-0,12
-0,00
-0,42
-0,87
-0,46
-0,85
0,54
-0,58
-0,27
0,09
0,71
-0,81
0,85
-0,37
0,24
-1
-0,06
-0,71
0,85
1
0,16
-0,85
-0,82
-0,10
25
0,02
0,57
0,87
-0,71
0,94
-0,54
0,70
-0,63
0,74
0,34
-0,27
0,60
0,77
-0,05
-0,26
0,46
0,09
-0,08
0,81
-0,16
-0,85
-0,48
0,10
0,16
1
-0,10
-0,61
0,92
26
0,08
-0,87
-0,28
0,52
0,04
-0,45
0,63
0,74
0,59
0,64
-0,87
0,74
0,52
-0,59
-0,30
0,74
-0,99
-0,52
0,13
0,85
-0,29
0,90
-1
-0,85
-0,10
1
0,52
-0,05
27
-0,61
-0,68
-0,33
0,30
-0,32
0,52
-0,18
0,94
-0,13
0,52
-0,04
0
-0,33
0,26
-0,58
0,35
-0,52
0,34
-0,75
0,82
0,63
0,58
-0,52
-0,82
-0,61
0,52
1
-0,29
28
-0,37
0,52
0,97
-0,85
0,99
-0,25
0,62
-0,40
0,72
0,60
-0,15
0,57
0,64
0,25
-0,61
0,61
0,05
0,24
0,52
0,10
-0,63
-0,48
0,05
-0,10
0,92
-0,05
-0,29
1
Примечание: 1-ширина капсулы;2-ширина коркового вещества;3-ширина мозгового вещества;4-ширина клубочковой зоны;5-ширина пучковой зоны;6- ширина сетчатой
зоны;7- эпителиоцита клубочковой зоны;8- ядра эпителиоцита клубочковой зоны;9- эпителиоцита пучковой зоны;10- ядра эпителиоцита пучковой зоны;11-
эпителиоцита сетчатой зоны;12- ядра эпителиоцита сетчатой зоны;13- эпителиоцита мозгового вещества;14- ядра эпителиоцита мозгового вещества;15- ширина
эпителиальных тяжей в пучковой зоне;16-ширина эпителиальных тяжей в мозговом веществе;17- прекапилляра клубочковой зоны;18- капилляра клубочковой
зоны;19- посткапилляра клубочковой зоны;20 - прекапилляра пучковой зоны;21- капилляра пучковой зоны;22- посткапилляра пучковой зоны;23-
прекапилляра сетчатой зоны;24- капилляра сетчатой зоны;25 - посткапилляра сетчатой зоны;26 - прекапилляра мозгового вещества;27- капилляра мозгового
вещества;28- посткапилляра мозгового вещества.
167
