1986 ЦИТОЛОГИЯ Том XXVIII, № 6

1986
ЦИТОЛОГИЯ
Том
XXVIII, № 6
ПОВЕДЕНИЕ КЛЕТОЧНОГО ЦЕНТРА ПРИ
РАСПЛАСТЫВАНИИ ЭПИТЕЛИАЛЬНЫХ КЛЕТОК
Г. О. Гудима, И. А. Воробьев, Ю. С. Ченцов
Межфакультетская проблемная научно-исследовательская лаборатория '
молекулярной биологии 'и биоорганической .химии, Московский университет
Исследовали клеточный центр в эпителии эмбриональной почки мыши in situ и при распластывании
клеток на стекле. В отличие от фибробластов в большинстве эпителиальных клеток от активной центриоли
отходит ресничка. Реснички теряются при суспендировании клеток и появляются вновь при распластывании
эпителиальных островков. В клетках in situ центриоли лежат около плазматической мембраны в апикальной
части клетки; in vitro они располагаются вблизи ядра. В краевых клетках островков центрполи лежат, как и в
фибробластах, на краю «раны» между ядром и активным краем клетки. В эпителиальных клетках in situ от
активных центриолей отходит мало микротрубочек. В суспендированных клетках происходит активация
образования микротрубочек в клеточном центре. В распластанных клетках эпителиальных островков
наблюдается дальнейшее увеличение количества микротрубочек, отходящих от активных центриолей. В
краевых клетках, за счет которых происходит перемещение эпителиального островка в культуре, количество
микротрубочек, отходящих от центриолей, не отличается достоверно от такового во внутренних клетках
островка. Предполагается, что клеточный центр в эпителиальных клетках в отличие от фибробластов не
принимает активного, участия в осуществлении их подвижности в культуре.
В наших предыдущих работах (Гудима и др., 1983а, 19836) было показано, что при
распластывании и поляризации фибробластов в культуре происходит активация образования
микротрубочек в клеточном центре и в ряде случаев (радиальное распластывание, поляризация на
краю «раны») наблюдается ориентация активных центриолей преимущественно перпендикулярно
плоскости субстрата. Настоящая работа представляет собой исследование поведения клеточного
центра при распластывании эпителиальных клеток. В отличие от фибробластов нормальные
эпителиальные клетки способны к проявлению подвижности в культуре только в том случае, если
они находятся в контакте друг с другом (Middleton, 1976). Одиночные эпителиальные клетки в
культуре практически не распластываются и не передвигаются. Агрегаты эпителиальных клеток
способны распластываться на стекле, образуя островки, на периферии которых располагаются
максимально распластанные клетки (Turksen et al., 1983). Распластывание клеток островка
происходит намного медленнее, чем распластывание фибробластов. По-видимому, механизмы
распластывания этих двух типов клеток должны отличаться. Распластанные эпителиальные клетки
.могут передвигаться по субстрату. Миграция их происходит целым пластом, без разрыва
межклеточных контактов (Иванова и др., 1981).
Однако, как и фибробласты, поляризованные на краю «раны», периферические клетки
эпителиальдых островков имеют широкую зону ламеллярной цитоплазмы с активным краем (Di
Pasquale, 1975; Иванова и др., 1981; Turksen et al., 1983). Распластанные клетки эпителиальных
островков содержат развитую систему микротрубочек (Бершадский и др., 1978, 1979; Turksen et
at., 1983). Все это позволяет предполагать, что при распластывании эпителиальных клеток могут
обнаружиться закономерности поведения клеточного центра, сходные с теми, которые
наблюдались при распластывании фибробластов (Гудима и др., 1983а, 1983б).
576
Материал и методика
Культуру эпителиальных клеток получали из трипсинизированных почек 18—20-дневных эмбрионов
мышей линии Balb/c. Для этого почки помещали в раствор трипсина на 1 ч при 37 °С, затем клетки отделяли
друг от друга с помощью магнитной мешалки (20 мин при 37 °С). Полученную суспензию фильтровали
через марлю, клетки осаждали центрифугированием при 1000 об/мин в течение 10 мин и дважды промывали
средой культивирования (45 % среды 199, 45 % гидролизата лактальбумина, 10 % эмбриональной телячьей
сыворотки с добавлением пенициллина и стрептомицина). После отмывки трипсина клетки суспендировали
в среде культивирования и высевали на покровные стекла, в пенициллино-вые флаконы. Концентрация
клеток при посеве составляла 100 000 клеток на 1 мл, во флаконе содержалось 1.5 мл суспензии. Так как
использованные нами эпителиальные клетки в культуре не размножаются, за исходную точку в
исследованиях было принято состояние-клеточного центра в клетках почечных кальцев in situ.
Эпителиальные клетки фиксировались для просвечивающей электронной микроскопии. in situ (кусодки
почки, взятые из тех же эмбрионов), в суспензии, полученной после триыси-' низации почек, а также через
30 МЕН, 2 ч, 6 ч, 1 сут и 3 сут после нанесения суспензии на стекло. Фиксация проводилась глутаровым
альдегидом по стандартной процедуре. Для подсчета микротрубочек, отходящих от центриолей, клетки в
суспензии и на стекле обрабатывали раствором неионного детергента Тритона Х-100, как описано ранее
(Гудвма и др., 1983а,, 19836, 1984), после чего фиксировали для просвечивающей электронной микроскопии.
Клетки на стекле фиксировали также для сканирующей электронной микроскопии. Подготовка материала и
процедура фиксации для электронной микроскопии (просвечивающей и сканирующей) описана ранее
(Гудима и др., 1983а, 19836, 1984). Серийные срезы изготавливали на ультратоме LKB III (Швеция). Клетки,
зафиксированные на стекле, резались параллельно плоскости субстрата. Срезы монтировали на покрытые
формваровой подложкой бленды и окрашивали цитратом свинца по Рейнольдсу. Просмотр и
фотографирование срезов проводили на электронных микроскопах HU-11B и HU-12 (Hitachi, Япония).
Сканирующая электронная микроскопия проводилась на растровом электронном микроскопе S-405A
(Hitachi, Япония).
Подсчет микротрубочек (МТ), отходящих от центриолей, производился по методике, которая была
описана нами ранее (Гудима и др., 1983а, 1984). Ориентацию центриолей к плоскости субстрата определяли.
по методике, предложенной Альбрехт-Белером и Бушнелл (Albrecht-Buehler, Bushnell, 1979). Гистограммы
случайной ориентации центриолей были получены нами ранее (Гудима и др., 1983а). Сравнение гистограмм
проводили по методу Фишера; достоверность различий среднего определялась по методу Стыодента (Плохинскии, 1970).
Результаты
Распластывание эпителиальных клеток на подложке. Отделенные друг от друга
эпителиальные клетки, зафиксированные. через 30 мин после посадки на стекло, имеют
складчатую поверхность. Края складок обычно неровные (рис. 1, а; см. вкл. I). Клетки далеко не
всегда имеют округлую форму. Признаков распластывания (образование отростков, ламеллярвой цитоплазмы) не обнаруживается.
Через 2 ч после посадки на подложку многие одиночные эпителиальные клетки имеют
округлую форму. На поверхности их по-прежнему видвы. складки и разнообразные выросты.
Иногда обнаруживаются сравнительно топкие отростки, прикрепленные к субстрату.
Фибробласты, встречающиеся на препарате, в это время уже имеют широкую кольцевую
ламеллу.
Через 6 ч и 1 сут после посадки одиночные эпителиальные клетки по-прежнему не
распластаны. Они сохраняют округлую форму, поверхность их покрыта. пузыревидными
выростами. Иногда видвы небольшие участки ламеллярнсй Цитоплазмы и отростки,
прикрепившиеся к субстрату (рис. 1, б).
Эпителиальные клетки, осевшие на поверхность стекла в виде неразделенной группы,
распластываются довольно интенсивно. На. периферии такой группы клетки начинают
уплощаться, увлекая за собой последующие слои клеток. Образуется островок, в центральной
части которого можно видеть комок из еще не распластавшихся клеток (рис. 2). Если группа
клеток кевелвка, то однослойные островки образуются быстрее. Через 1 сут после посадки из
всех групп таких клеток, прикрепившихся к стеклу, образуются островки. На пе-риферии
островков (через 1 сут после посадки и далее) клетки имеют широкую зону ламеллярной
цитоплазмы (рис. 3; см. вкл. I). Часть цитоплазмы, содержащая ядро, прилежит в краевых клетках
к внутреннему краю. Клетки, находящиеся во внутренней части островка, распластаны хуже, чем
краевые. Клетки, входящие в состав островков, имеют достаточно ровную поверхность. Часто на
2 Цитология, № 6, .1986 г.
577
их апикальной поверхности видны реснички (рис. 3). Выступающие наружу реснички при
сканирующей электронной микроскопии никогда не обнаруживались в краевых клетках
островков, а также в одиночных клетках.
Поведение клеточного центра при распластывании эпителиальных клеток. В клетках эпителия
почечных канальцев in situ содержится две центриоли. Они сближены друг с другом, но не
образуют диплосомной пары. Центриоли удалены из ядра и располагаются в апикальной части
клетки вблизи от цитоплазматической мембраны. В подавляющем большинстве изученных клеток
(14 из 18) от одной центриоли отходила ресничка, выступающая в просвет канальца (рис. 4).
Ресничка может быть частично погружена во впячивание клеточной мембраны. Иногда в
дистальной части реснички образуются вздутия. Цитоплазматические микротрубочки отходят
обычно от матрикса центриолей или от окружающего центриоли фибриллярного материала (рис.
4), и редко — от 1—3 перицентриолярных сателлитов, расположенных на активной центриоли, от
которой отходит ресничка. Сателлиты имеют коническую ножку и плохо выраженную головку.
В эпителиальных клетках in situ от активных центриолей отходит сравнительно мало
микротрубочек (см, таблицу). Неактивные центриоли вообще не имеют контактов с
микротрубочками.
Количество микротрубочек, отходящих от активных центриолей в
клетках эпителия почки мыши (срез) (М ± т.)
Микротрубочки
Клетки
короткие
средние
длинные
Эпителий почки мыши (8)
1.5+0.1
0.9+0.1
0.5+0.1
Суспензия (11)
2.3+0.4
Одиночные клетки, 1 сут
3.0±0.8
после посадки (13)
Краевые клетки островков (7) 3.9+0.3
2.7+0.1
1.4±0.3
2.0+0.4
0.8±0.2
4.8+0.7
3.8+0.3
Внутренние клетки островков 3.0+0.7
(7)
3.8+0.6
3.5±0.7
Примечание. Приведено число микротрубочек на t срез. В-скобках указано
число просчитанных серий срезов.
В суспендированных эпителиальных клетках центриоли обнаруживаются около ядра (рис. 5;
см. вкл. II). Как и в клетках in situ, они расположены недалеко друг от друга. Реснички,
обнаруженные в 40 % изученных клеток, были полностью погружены в цитоплазму и не имели
вздутий на дистальном конце. Количество МТ, отходящих от активных центриолей, в
суспендированных клетках возрастает по сравнению с клетками in situ (см. таблицу; рис. 6).
Вероятность случайности различий для каждой группы микротрубочек Р < 0.01.
В прикрепившихся к стеклу одиночных эпителиальных клетках центриоли сближены друг с
другом и находятся около ядра. Они располагаются главным образом в средней части клетки, реже
— выше или ниже ядра. Ориентация центриолей к плоскости субстрата на всех изученных сроках
после посадки на стекло носит случайный характер. Реснички встретились нам в 30 % изученных
клеток. Они были погружены в цитоплазму и не выходили наружу.
В одиночных эпителиальных клетках, зафиксированных через 1 сут после прикрепления к
субстрату, количество коротких микротрубочек, отходящих от активных центриолей, мало
отличается от такового в суспенднрованных клетках. Количество средних и длинных МТ падает
по сравнению с суспендиро-ванными клетками в 2 раза (см. таблицу);- для каждой группы
микротрубочек Р <0.01.
В краевых клетках эпителиальных островков центриоли располагаются между ядром и
свободным краем клетки. Центриоли лежат около ядра на уровне средней его части. В
обращенной к субстрату части цитоплазмы центриоли ни
578
разу не были обнаружены. Реснички в краевых клетках эпителиальных островков были
обнаружены в 70 % изученных клеток. Они были погружены в цитоплазму и не выходили наружу.
Ориентация центриолей к плоскости субстрата в краевых клетках носит случайный характер.
Количество отходящих от активных центриолей МТ в краевых клетках эпителиальных островков
возрастает по сравнению с клетками in situ, суспендированными и одиночными эпителиальными
клетками (рис. 7; см. таблицу); для каждой группы микротрубочек Р <0.01.
Центриоли во внутренних клетках эпителиальных островков находятся сбоку от ядра и часто
лежат в непосредственной близости от плазматической. мембраны верхней части клетки. По
отношению к ядру и наружному краю островка они располагаются случайным образом.
Первичная ресничка в тех клетках, где она обнаруживалась (80 % изученных клеток), обычно
выходила наружу на дорзальной стороне клетки. Ориентация центриолей к плоскости субстрата
имеет случайный характер.
Во внутренних клетках эпителиальных островков количество МТ, отходящих от активных
центриолей, несколько меньше, чем в краевых клетках. Различия в числе микротрубочек между
краевыми и внутренними клетками островка являются недостоверными — P > 0.5.
Обсуждение
Проведенные нами ранее (Гудима и др., 1983а, 19836, 1984) и в настоящей работе
исследования позволяют провести параллель между морфологическими изменениями клеток in
vitro и клеточного центра в них. Как оказалось, наиболее значительные изменения структуры
клеточного центра при распластыва-нии и поляризации клеток происходят в фибробластах
(Гудима и др., 1983а, 19836). В подвижных клетках крови подобных изменений не было
обнаружено (Гудима и др., 1984). При эксплантации эпителиальных клеток in vitro они претерпевают значительные изменения морфологии, и в настоящей работе мы поставили целью
выяснить, какие из них непосредственно связаны с перестройкой клеточного центра. Полученные
нами данные показывают, что в процессе рас-пластывания эпителиальных клеток поведение их
клеточного центра аналогично таковому у исследованных ранее фибробластов (Гудима и др.,
1983а, 19836) только в одном — начиная с прикрепления клеток к подложке, число средних и
длинных МТ, отходящих от активной центриоли, увеличивается.
Отделение распластанных фибробластов от субстрата сопровождается дезорганизацией
цитоскелетных элементов (Goldman, Knipe, 1974; Lazarides, 1976;
Тинт, 1979) и одновременно в клеточном центре обнаруживаются многочисленные короткие МТ,
т. е. клеточный центр активируется (Гудима и др., 1983а). Рост же микротрубочек за пределы
клеточного центра происходит только в распластанных фибробластах. Аналогичная ситуация, по
всей вероятности, имеет место и в изученных нами эпителиальных клетках. В процессе
трипсинизации и суспендирования этих клеток происходит, по-видимому, разрушение цитоплазматических МТ, так как на периферии клетки их практически нет. Как было показано ранее
(Воробьев, Ченцов, 1982а, 1983), восстановление системы МТ на начальных этапах после их
экспериментального разрушения сопровождается повышением активности клеточного центра —
количество отходящих от центриолей МТ превышает то, которое наблюдалось в норме. Затем
наблюдается рост МТ на периферию клетки. В суспендированных эпителиальных клетках
проходит, очевидно, первый этап восстановления системы МТ — образование повышенного
количества коротких МТ в клеточном центре по сравнению с клетками in situ. Однако рост МТ за
пределы клеточного центра становится возможным, как и в фибробластах, только в распластанных
клетках, входящих в состав эпителиальных островков. В этих клетках количество МТ, отходящих
от клеточного центра, еще более возрастает и значительно превышает соответствующую величину
для клеток in situ. В нераспластывающнхся одиночных эпителиальных клетках количество МТ,
отходящих от центриолей, уменьшается по сравнению с суспендированными клетками и
приближается к соответствующим значениям для клеток in situ.
579
Низкая активность клеточного центра в эпителиальных клетках in situ может быть связана с
тем, что форма клетки в непрерывном пласте поддерживается за счет контактов с соседними
клетками и необходимость в развитой системе МТ отпадает. В эпителиальных островках в
культуре зона контакта между соседними клетками в результате их сильного уплощения
уменьшается ло сравнению с клетками in situ. В клетках островков образуется широкая зона
эндоплазмы, значительно большая, чем в пласте in situ. Для поддержания структуры этой
эндоплазмы и служит, по всей вероятности, появляющаяся in vitro густая сеть МТ.
Эпителиальные островки в культуре способны передвигаться по субстрату (Di Pasquale, 1975;
Иванова и др., 1981). При этом широкие участки ламеллярной цитоплазмы с активным краем
имеют только периферические клетки островков. Края внутренних клеток островков
стабилизированы. По аналогии с фибробластами, поляризованными на краю пласта, можно было
ожидать, что в краевых клетках эпителиальных островков от клеточного центра будет отходить
больше МТ, чем во внутренних клетках островков. Однако, как показали проведенные нами
подсчеты, эти величины оказались близкими (различия между ними статистически недостоверны).
По-видимому, МТ не играют сколько-нибудь значительной роли в осуществлении движения
эпителиальных клеток в культуре. К такому же заключению приводит сравнение морфологии
системы МТ в фибробластах и эпителиальных клетках. Если в фибробластах МТ заходят в
ламеллу и оканчиваются перпендикулярно активному краю (Weber et al., 1975; Osborn, Weber,
1976; Тинт, 1979), то в краевых клетках эпителиальных островков МТ в ламелле не
обнаруживаются. Они изгибаются параллельно активному краю примерно на границе эндоплазмы
(Бершадский и др., 1978, 1979).
В краевых клетках эпителиальных островков центриоли располагаются между ядром и
активным краем клетки. Поскольку краевые клетки островков движутся, растягивая его
центральную часть, то можно сказать, что, в эпителиальных клетках положение центриолей
связано с направлением перемещения, подобно тому, как это имеет место в фибробластах
(Albrecht-Buehler, Bushnell, 1979; Gotlieb et al., 1979; Kupfer et al., 1982; Гудима и др., 1983а, 19836)
и в эндотелиальных клетках (Gotlieb et al., 1981). При распластывании фибробластов после
посадки и при поляризации их на краю пласта была обнаружена ориентация центриолей
перпендикулярно плоскости субстрата (Гудима и др., 1983а, 19836). Проведенные
дополнительные исследования позволили сделать заключение, что ориентированное положение
центриолей связано с активацией роста МТ от клеточного центра (Гудима и др., 1983а). Еще
раньше внимание на неслучайную ориентацию центриолей к плоскости субстрата в культивируемых клетках было обращено при изучении изменения структуры центриолей в клеточном
цикле эпителиальных клеток (Воробьев, Ченцов, 1978, 19826). По данным авторов, ориентация
центриолей преимущественно перпендикулярно плоскости субстрата наблюдалась в профазе, т. е.
при переходе клетки к митозу, а также по окончании митоза при распластывании клеток после
телофазы. Возможно, что и здесь неслучайная ориентация центриолей обусловлена активацией
клеточного центра в указанные периоды цикла: в профазе — в связи с образованием МТ веретена
деления, в начале интерфазы — при образовании цитоплазматических МТ. Как уже указывалось
выше, в центральных клетках эпителиальных островков (соответствующих фибробластам в
монослое) и в краевых клетках островков (соответствующих поляризованным фибробластам на
краю пласта) число расходящихся от активных центриолей МТ достоверно не. различается, т. е.
подвижность эпителиальных клеток не сопровождается активацией клеточного центра. Возможно,
с этим связано и отсутствие ориентации центриолей перпендикулярно субстрату в краевых
клетках. Однако это предположение нуждается в дальнейшем исследовании, как и вообще вопрос
об ориентации центриолей.
Исходя из вышеизложенного, можно заключить, что в эпителиальных клетках in vitro в
отличие от фибробластов (Гудима и др., 1983а, 19836) и аналогично клеткам крови (Гудима и др.,
1984) клеточный центр не претерпевает особых изменений в процессе распластывания клеток.
580
Литература
(Бершадский А. Д., Тинт И. С., Гелъфанд В. И., Розенблат В. А,, Васильев Ю. М.. Гельфанд И. М.)
Bershadsky A. D., Gelfand V. I., Tint I. S., Rosenhlat V. A., Vasiliev Ju. M.,
Gelfand I. M. Microtubule system in cultured mouse epithelial cells. — Cell Biol. Intern. Rep.. 1978, vol. 2, p. 345—
351. — Бершадский А. Д., Тинт И. С., Гельфанд В. И., Розенблат В. А., Васильев Ю. М., Гельфанд И. М.
Морфология системы микротрубочек в эпителиальных клетках почки мыши. — Онтогенез, 1979, т. 10, № 2, с.
231—235. — Воробьев И. А., Ченцов Ю. С. Центриоли в клеточном цикле. II. Интерфаза и первая половина
митоза. — Биол. науки, 1978, № 11, с. 54—64. — Воробьев И. А., Ченцов Ю. С. Динамика восстановления
микротрубочек вокруг клеточного центра в культивируемых клетках после их охлаждения. — Цитология,
198Sa, т. 24, № 11, с. 1286—1289. — (Воробьев И. А., Чен-иов Ю. С.) Vorobjev I. A., Chentsov Ju. S. Centrioles in
the cell cycle. 1. Epithelial cells. — J. Cell Biol., 1988b, vol. 93, p. 938—949. — (Воробьев И. А., Ченцов Ю. С.)
Vorobjev I A., Chentsov Ju. S. The dynamics of reconstitution of microtubules around the cell centre after cooling. —
Europ. J. Cell Biol., 1983, vol. 30, p. 149—153. — Гудима Г. О., Воробьев И. А., Чепцов Ю. С. Поведение
клеточного центра при распластывании фибробластов. — Биол. науки, 1983а, № 7, с. 45—50.— Гудима Г. О.,
Воробьев И. А., Ченцов Ю. С. Изменение
структуры клеточного центра при поляризации и движении фибробластов. — Цитология, 19836, т. 25, № 8, с.
883—888. — Гудима Г. О., Воробьев И. А., Ченцов Ю. С. Клеточный центр макрофагов, гранулоцитов и
лимфоцитов при распластывании, поляризации и движении клеток in vitro. — Цитология, 1984, т. 26, № 9, с.
1002—1007. — Иванова О. Ю., Комм С. Г., Фетисова Е. К. .Контактные взаимодействия эпителиальных
пластов. — Цитология, 1981, т. 23, № 11, с. 1298—1303. — Плохинский Н. А. Биометрия. М.: Изд-во Моск. унта, 1970. 362 с. — Тинт И. С. Морфология системы микротрубочек при округлении, распластывании и
поляризации нормальных и трансформированных фибробластов. — Цитология, 1979, т. 21, JN» Ю, с. 1139—
1144. — Albrecht-Buehler G., Bushnell A. The orientation of centrioles in migrating 3T3 cells. — Exp. Cell Res.,
1979, vol. 120, p. 111—118. — Di Pas-quale A. Locomotion of epithelial cells. — Exp. Cell Res., 1975, vol. 95, p.
425—439. — Gold-man R. D., Knipe D. M. Function of cytoplasmic fibers in nonmuscle cell motility. — Gold Spring
Harbor Symp. Quant. Biol., 1974, vol. 37, p. 523—534.—бо№е6 А. I., Hegge-ness M. Н., Ash J. F., Singer S. J.
Mechanochemical proteins, cell motility and cell-cell contacts: the localization of mechanochemical proteins inside
cultured cells at the edge of an in vitro «wound». — J. Cell. Physiol., 1979,Vol. 100 p563-578.—GotliebA.I., MayM.B.,
Sub-rahmanyan L., Kalnins V. I. Distribution of microtubule organizing centers in migrating sheets of endothelial cells.
— J. Cell Biol., 1981, vol. 91, p. 589—594. — Kupfer A., Louvard D., Singer S. J. Polarization of the Golgi apparatus
and the microtubule—organizing center in cultured fibroblasts at the edge of an experimental wound. — Proc. Nat.
Acad. Sci. USA, 1988, vol. 79, p. 2603—2607. — Lazarides Е. Two general classes of cytoplasmic actin filaments in
tissue culture cells: the role of tropomiosin. —J. Supramol. Struct., 1976, vol. 5, p. 531—561. — Middleton С. A.
Contact-induced spreading is a new phenomenon depending on cell-cell contact. — Nature, 1976, vol. 259, p. 311—
313. — Osborn M., Weber K. Cytoplasmic microtubules in tissue culture cells appear to grow from an organizing
structure towards the plasma membrane. — Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1976, vol. 73, p. 867—871. — Turksen K.,
Opas M., Aubin J. Е.. Kalnins V. I. Microtubules, raicrofilaments and adhesion patterns in differentiating chick retinal
pigment (RPE) cells in vitro. — Exp. Cell Res., 1983, vol. 147, p. 379— 392. — Weber K., Pollack R., Bibring T.
Antibody against tubulin: the specific visualisation of cytoplasmic microtubules in tissue culture cells. — Proc. Nat.
Acad. Sci. USA, 1975, vol.-72, p; 459—463.
Поступила 5 III 1985
THE BEHAVIOUR OF THE CELL CENTER DURING EPITHELIAL. CELL SPREADING
G. 0. Gudima, I. A Vorobjev, Yu. S. Chentsov .
Interfaculty Laboratory of Molecular Biology and Bioorganic Chemistry, Moscow
University.
In the epithelial-cells of mouse embryo renal channels, centrioles are located near the plasma membrane of the
apical part of the cell. In most of the cells an active centriole carries a cilium, which comes out into the channel lumen.
In the epithelial cells, suspended after trypsinisation and in single cells adhering to the substrate, the centrioles are
located near the nucleus, and the outcoming cilia are not observed. In the spread cells of epithelial islets, the centrioles
are also found near the nucleus, and in most cases an active centriole carries a cilium, which conies out of the
cytoplasm at the upper side of the cell. In the peripheral cells of the islet, centrioles are positioned between the nucleus
and the active edge of the cell. In the epithelial cells in situ, a relatively small number of microtubules radiate from the
active centrioles. In the suspended cells, the activation of microtubule formation is observed in the cell center. In the
spread cells of the epithelial islets there occurs a further increase in the number of microtubules radiating from the
active centrioles. In the peripheral cells which cause translocation of the epithelial islet in the culture, the number of
microtubules, radiating from the centrioles does not differ significantly from that of the inner cells of the islet. The cell
center of the epithelial cells does not seem to be actively involved in the locomotion of the epithelial cells in the
culture.
ВКЛЕЙКА I К cm. Г. О. Гудимы, И. А. Воробьева, Ю. С. Ченцова (с. 577)
Рис. 1. Одиночные клетки эпителия эмбриональной почки мыши через 30 мин (а) и 6 ч (б) после посадки на
стекло.
8000X.
Рис. 2. Распластывание агрегата эпителиальных клеток на стекле,
1100Х.
К ст. Г. О. Гудимы, И. А. Воробьева, Ю. С. Ченцова (с. 577)
Рис. 3. Островок эпителиальных клеток в культуре.
1500Х.
Рис. 4. Центриоли в эпителиальной клетке, зафиксированной ia situ. а —активная, н —
неактивная центрйоли, р — ресничка. 35 000 X.
ВКЛЕЙКА II К cm. Г. О. Гудимы, И. А. Воробьева, Ю. С. Ченцова (с. 578)
Рис. 5. Центриоль в клетке эпителия почки мыши, находящейся в суспензии.
50000Х.
РИС. 6. Активная центриоль в лизированной раствором Тритона Х-100 клетке эпителия почки мыши,
находящейся в суспензии.
50000Х.
Рис. 7. Центриоли в краевой клетке островка эпителия почки мыши, лизированной раствором Тритона Х-100.
Обозначения те же, что и на пис. 4. 50 000 X.