На правах рукописи КОНСТАНТИНОВА СВЕТЛАНА ВИКТОРОВНА

На правах рукописи
КОНСТАНТИНОВА СВЕТЛАНА ВИКТОРОВНА
РЕГУЛЯЦИЯ ЦИРКАДНОГО РИТМА УСТЬИЧНЫХ ДВИЖЕНИЙ И ТРАНСПИРАЦИИ
РЕЦЕПТОРАМИ КРАСНОГО СВЕТА
Специальность 03.00.12 – физиология и биохимия растений
Автореферат
диссертации на соискание ученой степени
кандидата биологических наук
Москва, 2007
2
Диссертационная работа выполнена на кафедре физиологии растений биологического факультета
Московского Государственного Университета им. М.В. Ломоносова
Научный руководитель:
кандидат биологических наук,
доцент У.Б. Баштанова
Официальные оппоненты:
доктор биологических наук,
профессор Ф.Ф. Литвин
кандидат биологических наук,
ст. н. сотр. О.Д. Бекасова
Ведущая организация:
Санкт-Петербургский Государственный Университет,
(г. Санкт-Петербург).
Защита состоится «11» мая 2007 г. в 15:30 часов на заседании диссертационного совета
Д 501.001.46 в Московском Государственном Университете им. М.В. Ломоносова по адресу:
119992, г. Москва, Ленинские Горы д.1 к.12, биологический факультет МГУ.
Факс: (495)939-43-09
С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке биологического факультета МГУ им. М.В.
Ломоносова.
Автореферат разослан «___» ______________2007 года.
Ученый секретарь
Диссертационного совета, к.б.н.
М.А. Гусаковская
3
ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ
Актуальность темы. Необходимость контроля процессов газообмена и водообмена
для роста, развития и продуктивности растений трудно переоценить. Важной
составляющей этого контроля являются движения замыкающих клеток устьиц,
обеспечивающих как газообмен, так и испарение воды (транспирацию). Вследствие этого
устьичный аппарат представляет собой яркий пример высокоспециализированного
образования с комплексной регуляцией, осуществляющего связь с окружающей средой, и,
в то же время, находящегося под контролем растительного организма.
Одним из основных факторов окружающей среды, регулирующих работу устьичного
аппарата, является свет. Согласно современным представлениям, практически все
известные фоторецепторы растений участвуют в фоторегуляции устьичных движений:
рецепторы синего света (СС) и ультрафиолета (УФ) – фототропины (Kinoshita et al., 2001),
криптохромы (Mao et al., 2005) и зеаксантин (Talbott et al., 2003a). Ситуация с
рецепторами красного света (КС) не так однозначна. Большинство исследователей
относили ответы на КС к хлорофилл-зависимым, опосредованным работой
фотосинтетического аппарата самих замыкающих клеток устьиц и/или подлежащих
клеток мезофилла (Vavasseur, Raghavendra, 2005). Однако ряд авторов получили
косвенные доказательства участия в регуляции устьичных движений рецептора КС –
фитохрома (Habermann, 1973; Roth-Bejerano, Itai, 1981; Eckert, Kaldenhoff, 2000; Talbott et
al., 2003b). Таким образом, теоретически две рецепторные системы: хлорофилл-зависимая
и фитохром-зависимая, – могут регулировать процессы устьичных движений и
транспирации в ответ на КС, однако участие фитохромов в регуляции этих процессов
нуждается в дополнительных прямых доказательствах.
Эндогенным механизмом, обеспечивающим тонкую настройку работы устьичного
аппарата, являются биологические часы. Циркадные (с периодом около суток) ритмы
устьичных движений являются одним из классических примеров работы биологических
часов. Показано, что механизм биологических часов подстраивается к 24-часовому
периоду и местному времени с помощью ежесуточных колебаний свет/темнота и в этом
процессе участвуют ряд фоторецепторов растений – криптохромы и фитохромы. В свою
очередь, часы регулируют эксперссию генов этих фоторецепторов, а также фазу
(фотофильная и скотофильная) и амплитуду фотоответов (Gardner et al., 2006). В таком
случае встает вопрос, какие именно фоторецепторы участвуют в настройке суточного
ритма устьичных движений – фитохромы или (и) рецепторы синего света?
Наиболее адекватным подходом для решения этой задачи является изучения КСзависимых ответов на бесхлорофильных мутантах, лишенных фотосинтетической
составляющей ответа. Этот подход активно использовался, однако в литературе
содержатся единичные упоминания об экспериментах на истинных бесхлорофильных
растениях (Skaar, Johnsson, 1980), ряд авторов использовали вариегатные растения (Laffray
4
et al., 1991), в которых, однако, возможно наличие нормальных хлоропластов в
замыкающих клетках устьиц, расположенных над бесхлорофильными участками
мезофилла (Virgin, 1957; Sharkey, Ogava, 1987); некоторые авторы использовали растения,
обработанные гербицидами (Karlsson et al., 1983; Sharkey, Ogava, 1987), значительно
изменяющими метаболизм. Таким образом, до наших исследований на бесхлорофильных
растениях не было прямых доказательств участия фитохрома в регуляции устьичных
движений и транспирации. Ранее в нашей лаборатории на бесхлорофильном мутанте
гороха XL-18 было показано КС-зависимое увеличение скорости транспирации. Детальное
изучение этого феномена и стало основным направлением наших исследований.
Цель и задачи исследования. Целью данной работы было изучение природы КСзависимых транспирационных и устьичных ответов с использованием бесхлорофильных и
бесфитохромных мутантных растений, а также выявление различий в регуляции
циркадных ритмов устьичных движений и транспирации рецепторами КС.
Для ее достижения были поставлены следующие задачи:
1.
Получить доказательства фитохромной природы ответа на КС у
бесхлорофильного мутанта гороха XL-18:
выяснить, возможна ли обратимость ответа на КС дальним красным светом
(ДКС);
отработать методику построения спектра действия устьичных движений;
получить предварительный спектр действия устьичных движений в красной
области действующего света;
определить
к
какой
из
фитохром-зависимых
реакций
(сверхнизкоэнергетической (VLFR), низкоэнергетической (LFR) или
высокоэнергетической (HIR)) можно причислить этот ответ;
2.
Выявить роль фитохрома и хлорофилла в регуляции суточного ритма
устьичных движений и транспирации.
Научная новизна. Показана обратимость транспирационного ответа на красный свет
дальним красным, также получена дозовая зависимость ответа. По обратимости и
пороговым значениям интенсивности света ответ укладывается в низкоэнергетический
тип фитохромных реакций, опосредованных фитохромом В. Получен предварительный
спектр действия устьичных движений в красной области действующего света с
характерным для спектров поглощения фитохромов максимумом около 670нм. Сделан
вывод об участии фитохрома в регуляции ритмов транспирации и устьичных движений.
Показано наличие ритмической регуляции скорости транспирации растений гороха дикого
типа в ответ на красный свет. В этом ответе разделены фотосинтетическая и фитохромная
составляющие. Показано, что суточные изменения интенсивности транспирации для
растений гороха и томата дикого типа имеют характерные признаки эндогенного
циркадного ритма. С помощью мутантных растений выявлены особенности регуляции
5
этих ритмов фотосинтетической и фитохромной составляющими. На основе анализа
ответов мутантных растений сделан вывод о необходимости фитохрома для поддержания
ритма транспирации на свету, тогда как фотосинтетическая составляющая влияет на
ритмичность в течение темнового периода.
Практическая
значимость
работы.
Представленная
работа
является
фундаментальным исследованием сложной многоуровневой системы регуляции
транспирации и устьичных движений растений. Полученные результаты могут быть
использованы в курсах лекций по физиологии растений и фоторегуляции
физиологических процессов у растений. С другой стороны, в связи с адаптивной
значимостью корректного функционирования эндогенных биологических часов растений,
разработка данной проблемы представляется важной с точки зрения экологической и
физиологической регуляции процессов роста и развития растений.
Апробация работы. Материалы диссертации обсуждались на заседаниях кафедры
физиологии растений биологического факультета МГУ, доложены на XI Международном
конгрессе по фотосинтезу (Будапешт, 1998); на Международных конференциях
аспирантов и студентов по фундаментальным наукам «Ломоносов» (Москва, 2001, 2005);
на IV и V съездах общества физиологов растений России (Москва, 1999; Пенза, 2003); на
VII Молодежной конференции ботаников (Санкт-Петербург, 2000); на III и IV
Всероссийских съездах фотобиологов (Воронеж, 2001; Саратов, 2005); на II
международной конференции по анатомии и морфологии растений (Санкт-Петербург,
2002); на Всероссийской научно-практической конференции «Физиология растений и
экология на рубеже веков» (Ярославль, 2003); на IV Международной научной
конференции «Регуляция роста, развития и продуктивности растений» (Минск, 2005); на II
международном симпозиуме «Сигнальные системы клеток растений: роль в адаптации и
иммунитете» (Казань, 2006).
Публикации. По материалам диссертации опубликовано 15 работ.
Объем и структура диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора
литературы, описания объектов и методов исследования, результатов исследований и их
обсуждения, заключения, выводов, приложений и списка цитированной литературы,
включающего 293 работы (276 на иностранных языках). Работа изложена на 196
страницах, содержит 15 таблиц и 31 рисунок.
СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ
ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ
Объекты исследования.
- горох посевной (Pisum sativum L.). Сорт ‘‘Ранний зеленый’’ (дикий тип) и
бесхлорофильный мутант XL-18 (линия xantha) (Ежова, Гостимский, 1979). В
экспериментах использовали 10 – 19-дневные проростки, в этом возрасте у растений было
по 2 – 4 развитых листа.
6
- томат обыкновенный (Lycopersicon esculentum Mill.). Сорт “Alisa Craig” (дикий тип) и
бесфитохромный мутант aurea (Koornneef et al., 1985). Для экспериментов использовались
30 – 50-дневные растения, так как томат растет медленнее гороха. В этом возрасте у
растений томата 2 – 6 развитых листьев, и их “физиологический” возраст сравним с 20дневными растениями гороха.
Световая микроскопия. Размеры устьиц (длина, ширина, апертура устьичной щели),
их количество и осмотическое давление определяли на эпидермальных срывах листа
методом световой микроскопии (МБИ-11, Россия). В экспериментах по воздействию света
красной области спектра на устьичные движения все измерения проводили при
нейтральном зеленом свете с использованием граничного зеленого светофильтра
(λmax = 531 нм; λ1/2= 33,6 нм), чтобы избежать изменения апертуры устьиц в ответ на
интенсивный белый свет от осветителя микроскопа.
Определение среднего осмотического давления клеточного сока проводили на
эпидермальных срывах листьев методом начинающегося плазмолиза (Грин, Стаут,
Тейлор, 1993; Мейчик, Балнокин, 2005)
Электронная микроскопия. Кусочки листьев гороха дикого типа и мутанта XL-18
подготавливали стандартным методом: фиксировали в 2% растворе глутарового альдегида
с добавлением сахарозы, дегидратировали в серии растворов этанола восходящей
концентрации. Контрастировали в 2% растворе уранилацетата. Заливку проводили смесью
смол аралдита и эпона. Ультратонкие срезы окрашивали цитратом свинца по Reynolds
(Reynolds, 1963). Исследование ультраструктуры проводили методом просвечивающей
электронной микроскопии (JEM-100B, Япония)
Получение спектров поглощения, пропускания и отражения. Измерения
проводились на спектрофотометре (Hitachi 150-20, Япония), оснащенном интегрирующей
сферой. Спектры пропускания и отражения обеих поверхностей листа (абаксиальной и
адаксиальной) записывали в области 400-800 нм. В связи с тем, что интегрирующая сфера
не полностью собирает свет, прошедший через растительную ткань, спектр пропускания
корректировали в соответствии с методикой М. Н. Мерзляка (Merzlyak et al., 2002).
Спектры поглощения рассчитывали, используя корректированный спектр пропускания и
измеренный спектр отражения.
Условия освещения. В качестве осветителя использовался либо диапроектор (Свитязь,
Россия) с набором интерференционных и граничных светофильтров, либо светодиодная
лампа (ДЛ) (660нм, Россия). Для получения монохроматического света различной
интенсивности использовали набор нейтральных светофильтров.
Измерение спектра действия устьичных движений в красной области спектра
действующего света. Интактный (неповрежденный) лист растения фиксировали в
необходимом положении (адаксиальной (верхней) стороной к источнику света) с
7
помощью камеры, показанной на рисунке 1 (1). Камера закреплялась на штативе таким
образом, чтобы освещаемая поверхность была перпендикулярна световому потоку.
Штатив с камерой помещали в черный ящик с двумя отверстиями, закрытыми
фотографическими рукавами, что позволяло на ощупь работать с растениями,
инкубированными в темноте. Построение спектра действия – зависимости амплитуды
устьичных движений от длины волны действующего света – проводили по стандартной
схеме (Eisinger et al., 2000).
Определение интенсивности (скорости) и ускорения транспирации целого листа
проводили методом дифференциальной психрометрии на установке, собранной на
кафедре физиологии растений МГУ Б.А. Соловьевым (Власова, 1994). Установка была
значительно модифицирована в связи с условиями эксперимента. Блок-схема установки
представлена на рисунке 1.
Рисунок 1. Блок-схема установки для определения скорости и ускорения
транспирации
целого
листа
методом
дифференциальной
психрометрии.
1 – герметичная камера; 2 – микрокомпрессор; 3 – датчик (психрометрическая ячейка на
основе двух термопар); 4 – чёрный ящик; 5 – осветитель; 6 – набор светофильтров; 7 –
резистор; 8 – батарейка, 1,5В; АЦП – аналогово-цифровой преобразователь; ПК –
персональный компьютер; Ф-136, ЛПУ – усилители; КСП – самописец.
(a) модификация для измерения скорости транспирации; (b) модификация для измерения
ускорения транспирации; (c) осветительная часть установки (используется при
необходимости).
Интактный лист растения помещался в герметично закрываемую камеру (1), через
которую микрокомпрессором (2) прокачивался воздух. После камеры с листом воздух
проходил через датчик (3), состоящий из двух медь-константановых термопар,
соединенных последовательно одноименными полярностями (встречно), и помещенных в
закрытую двухкамерную ячейку. Одна из камер ячейки заполнялась водой, куда был
погружен нитчатый фитиль, соединенный с одной из термопар (увлажненная термопара).
Вторая термопара не увлажнялась (сухая термопара). При встречном соединении
8
возникает разностная ЭДС (εизм), которая прямо пропорциональна разности температур
сухой и увлажненной термопар. Для измерения интенсивности (скорости)
транспирации (I) в течение нескольких суток использовали в качестве измерителя,
усилителя и преобразователя аналогово-цифровой преобразователь (АЦП), показания
регистрировали с помощью компьютера (Рис. 1, модификация (а)). Для измерения
ускорения транспирации (i) при действии света в качестве измерителя использовали
микровольтнаноамперметр Ф136, в качестве усилителя ЛПУ-01 и самописец КСП-4
(Рис. 1, модификация (b)). Модификация (b) примерно в 10 раз чувствительнее чем
модификация (a) (достоверно регистрирует изменения влажности до 0,5%), но подвержена
перегреву и может использоваться только в течение 10-12 часов. Часть установки, а
именно компрессор, камера для листа и датчик помещали в черный ящик (Рис. 1, (4)) с
отверстиями, закрытыми фотографическими рукавами. Это позволяло работать с
растениями, адаптированными к темноте. Калибровку установки производили по разным
значениям влажности воздуха при разных температурах.
Расчеты интенсивности (скорости) и ускорения транспирации.
Интенсивность (скорость) транспирации (I) рассчитывали по формуле:
I=
∆x × P × V × M
[г H2O устьице-1 сек-1],
100 × R × T × n × S
где ∆x − изменение относительной влажности в камере с листом [%], вычисленное по
калибровочной кривой; P − давление насыщенного водяного пара при данной
температуре, [Па]; V − пропускная способность компрессора, 3*10-6 [м3 сек-1]; М −
молярная масса воды, 18 [г моль-1]; R − универсальная газовая постоянная, 8,31 [Дж моль-1
К-1]; Т − температура, [К]; n − количество устьиц на мм2 листа; S − площадь листа, [мм2].
Ускорение (скорость изменения интенсивности) транспирации (i) рассчитывали по
формуле:
i = I t -1 [гH2O устьице-1 сек-2],
где t - время, за которое транспирация изменяется на I единиц, [сек].
Представление результатов и обработка данных. От 4 до 20 независимых
экспериментов проводилось на разных листьях мутантов XL-18 и aurea, и
соответствующих растениях дикого типа. Результаты представлены как среднее значение
или средняя линяя + стандартная ошибка. Обработка данных проводилась с помощью
программ Microsoft Excel и Microcal Origin 6.1.
РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.
Морфологические,
ультраструктурные
и
физиологические
параметры
замыкающих клеток устьиц. В процессе развития листа пути дифференциации
эпидермальных и мезофильных клеток расходятся достаточно рано (Лотова, 2001), таким
образом, отсутствие хлорофилла и неразвитость фотосинтетических мембран в
9
мезофильных клетках не гарантирует его отсутствие в устьичных (Virgin, 1957; Sharkey,
Ogava, 1987). В связи с этим методом электронной микроскопии было исследовано
строение хлоропластов в замыкающих клетках устьиц растений гороха дикого типа и
бесхлорофильного мутанта XL-18. В результате исследования хлоропластов замыкающих
клеток растений дикого типа было показано, что их ультраструктура является
характерной для большинства исследованных хлоропластов устьичных клеток (Zhao, Sack,
1999; Vavasseur, Raghavendra, 2005). Хлоропласты замыкающих клеток устьиц гороха
дикого типа веретеновидной формы, располагаются в слое цитоплазмы, прилежащем к
ядру, содержат развитую мембранную систему, многочисленные рибосомы, одиночные
осмиофильные глобулы, и от одного до трех крупных крахмальных зерен. Пластиды
замыкающих клеток мутанта XL-18 имеют неправильную вытянутую, слегка изогнутую
форму, крахмальные зерна отсутствуют, мембранная система представлена в основном
одиночными протяженными ламеллами. Таким образом, исследование ультраструктуры
хлоропластов замыкающих клеток бесхлорофильного мутанта XL-18 четко указывает на
отсутствие в этих клетках функционального фотосинтетического аппарата.
Для бесфитохромного мутанта томата aurea показано полное восстановление
содержания хлорофилла и функций фотосинтетического аппарата к возрасту тридцати
дней (Biehler et al., 1997), то есть к началу наших экспериментов. Поэтому исследование
ультраструктуры замыкающих клеток устьиц у aurea не проводилось.
При исследовании устьичных движений на пигментных мутантах (бесхлорофильном
горохе и бесфитохромном томате) встает вопрос о сравнимости результатов, полученных
на их замыкающих клетках по сравнению с диким типом. Особую значимость этот вопрос
приобретает в случае отсутствия хлорофилла, так как сахара фотосинтетического
происхождения – один из источников осмотически активных веществ для замыкающих
клеток (Vavasseur, Raghavendra, 2005). Измерение (*) количества устьиц, (**) их линейных
размеров и (***) осмотического давления показали, что эти параметры в целом не
отличаются для мутантов и растений дикого типа (результаты измерений представлены в
диссертации).
Отражение, пропускание и поглощение света листьями гороха дикого типа и
бесхлорофильного мутанта XL-18. Лист представляет собой сложную оптическую
систему, в которой для каждого слоя клеток устанавливаются индивидуальные условия
освещения из-за поглощения, отражения и пропускания в предыдущем слое (Vogelmann,
1986). При исследовании движений устьиц на абаксиальной (нижней) стороне листа в
ответ на действие монохроматического света на адаксиальную (верхнюю) сторону
(подобно действию света в природных условиях) необходимо определить интенсивность
света, достигающего замыкающих клеток. Для расчета этой интенсивности проводились
измерения спектров отражения и пропускания листьев гороха дикого типа и мутанта
XL-18 (рис.2). Интенсивность света, достигающего устьиц, рассчитывалась путем
10
коррекции интенсивности действующего света на значение пропускания при данной
длине волны (Рис. 2b, 2c). Расчеты показали, что исходная интенсивность существенно
падает при достижении устьичных клеток, так как поглощение и рассеяние в сумме
составляли от 52,36% до 97,75% (расчеты и значения для каждой из длин волн
действующего света приведены в диссертации). В случае единственного исключения,
когда лист мутанта XL-18 освещался светом 726 нм с абаксиальной стороны, коррекции на
пропускание не проводили, однако учитывали дополнительное освещение устьиц,
возникающее из-за отражения в вышележащих слоях мезофилла (рис. 2a) (расчет
приведен в диссертации).
отражение или пропускание, %
100
80
60
a
c
b
40
20
0
400
500
600
700
800
длина волны, нм.
Рисунок 2. Оптические свойства листьев гороха:
a. дикий тип, отражение от абаксиальной стороны;
b. дикий тип, скорректированное пропускание в направлении от адаксиальной к
абаксиальной стороне;
c. бесхлорофильный мутант XL-18, скорректированное пропускание в направлении от
адаксиальной к абаксиальной стороне;
Влияние монохроматического света на скорость транспирации листьев гороха .
Влияние синего света (СС). При исследовании ответов устьиц на СС у
бесхлорофильных мутантов большинство авторов отмечают значительное усиление
интенсивности (скорости) транспирации и/или открывание устьиц (Skaar, Johnsson, 1980;
Sharkey, Rashke, 1981; Karlsson et al., 1983; Laffray et al., 1991). В связи с этим было
проведено исследование изменения транспирации в ответ на СС, в основном для
физиологического контроля, а также для сравнимости наших результатов с результатами
других групп. Широкополосным синим светом (340 - 520нм) освещали листья гороха, как
11
дикого типа, так и мутанта XL-18. Интенсивность СС1 для растений дикого типа –
0,48 Вт/м2; для мутанта – 4,51 Вт/м2. СС вызывал значительное ускорение транспирации
по величине превосходящее любые другие ответы на свет (Табл. 1). Полученный нами
ответ свидетельствует о нормальной работе системы восприятия СС в замыкающих
клетках устьиц как дикого типа гороха, так и бесхлорофильного мутанта XL-18. Это
ожидаемый результат, так как в большинстве работ последних лет устьичные ответы на
синий свет связывают с двумя рецепторными системами: фототропинами (Kinoshita et al.,
2001) и криптохромами (Mao et al., 2005), которые не повреждены у мутанта XL-18.
Таблица 1. Влияние освещения монохроматическим светом на ускорение транспирации
растений гороха дикого типа и бесхлорофильного мутанта XL-18.
Ускорение транспирации, *10-15 [гH2O/устьице/сек2]
Растительный
материал
СС
КС
ДКС после
ДКС
КС после
КС
мутант XL18 17,8 ± 4,3
дикий тип
9,0 ± 1,7
14,7 ± 2,3 13,3 ± 3,2 утро
7,5 ± 0,7 вечер
ДКСabax
ДКС
-9,3 ± 2,8
-7,0 ± 1,5
4,2 ± 0,5
-
-1,4 ± 4,7
-11,8 ± 2,5
10,3 ± 4,0
-5,5 ± 0,3
13,5 ± 4,0 утро
8,8 ± 1,0 вечер
8,8 ± 1,7
-14
-1
ускорение транспирации, г H2O устьице с
-2
1,0x10
-15
5,0x10
КС
КС
0,0
-15
-5,0x10
ДКС
ДКС
-14
-1,0x10
a
Рисунок 3. Влияние освещения красным и дальним красным светом на ускорение
транспирации бесхлорофильного мутанта гороха XL-18.
Освещение КС (670нм, 1,43 Вт/м2) с последующим освещением ДКС (726нм, 0,61 Вт/м2)
и обратная последовательность освещения.
1
Здесь и далее приведены интенсивности света, достигающего устьиц (исходная интенсивность света от источника
скорректирована на значение пропускания при данной длине волны).
12
Влияние красного (КС) и дальнего красного света (ДКС) на транспирацию
бесхлорофильного мутанта XL-18. При освещении КС (670нм, 1,43 Вт/м2) или ДКС
(726нм, 0,61 Вт/м2) адаптированных в темноте листьев мутанта XL-18 наблюдались разные
типы ответов (Табл. 1, Рис. 3):
(*) Если первым действующим светом был КС, скорость транспирации возрастала
(i > 0). Последующее действие ДКС вызывало ее равное по значению снижение (i < 0), или
стоп-реакцию (i = 0). (**)Если первым действующим светом был ДКС, то он вызывал
снижение скорости транспирации (i < 0), последующее освещение КС либо обращало
ответ (i > 0), либо наблюдалась стоп-реакция (i = 0). Таким образом, ДКС останавливал
или обращал действие КС, и наоборот – действие КС останавливало или обращало
действие ДКС. В связи с тем, что у мутанта XL-18 отсутствует хлорофилл, единственный
возможный рецептор, поглощающий в красной-дальней красной области спектра – это
фитохром. Более того, обращение ответа на красный свет дальним красным и наоборот,
является одним из классических признаков участия этого фоторецептора в ответе
(Kronenberg, Kendrick, 1986; Tu, Lagarias, 2005). Обратимость ответа характерна только
для реакций, опосредованных фитохромом В (Shinomura et al., 1996). Это позволяет нам
сделать предварительное заключение об участии в транспирационном ответе на КС и ДКС
фитохрома, вероятнее всего фитохрома В.
Дозовая зависимость ответа на КС у мутанта XL-18. При исследовании увеличения
скорости транспирации в ответ на КС разной интенсивности было показано, что при
интенсивности света ниже 0,14 Вт/м2 (0,78 мкмоль/м2/сек) ответ отсутствует, а при более
высоких значениях интенсивности света наблюдается логарифмическая зависимость
усиления скорости транспирации от увеличения интенсивности света. Такая дозовая
зависимость хорошо укладывается в интервалы интенсивности, характерные для
низкоэнергетических фитохромных ответов (1 – 103 мкмоль/м2) (Kronenberg, Kendrick,
1986; Nagy, Schäfer, 2002).
Влияние КС и ДКС на транспирацию гороха дикого типа.
(*) Освещение КС с последующим ДКС.
При освещении листьев растений дикого типа КС (670нм, 0,09 Вт/м2) наблюдалось
увеличение скорости транспирации (i > 0), однако амплитуда ответа зависела от времени
дня. Максимальные значения ускорения наблюдались в утренние часы (10:00 – 12:00),
тогда как вечером (16:00 – 20:00) значения ускорения транспирации были в 2 раза ниже. В
середине дня ответа не наблюдалось (Рис. 4а; Табл. 1). Последующее освещение ДКС
(726нм, 0,5 Вт/м2) вызывало все возможные типы ответов: увеличение скорости
транспирации (i > 0), снижение скорости транспирации (i < 0) и стоп-реакцию (i = 0).
Очевидно, что среднее значение в этом случае близко к нулю и характеризуется большой
стандартной ошибкой (Табл. 1). Анализ ответов на красный свет растений гороха дикого
типа усложняется наличием в этих растениях фотосинтетической составляющей ответа. В
13
данном случае можно предположить, что такое разнообразие и хаотичность реакций как
раз и является следствием работы двух рецепторов красного света – фитохрома и
хлорофилла. Исходная интенсивность света, падающего на лист, составляла 3 Вт/м2. Такая
интенсивность КС достаточна для фотосинтеза на уровне целого листа. Зависимость
транспирационного ответа от времени суток также указывает на его фотосинтетическую
природу (Brogardh, Johnsson, 1975). Интенсивность КС на уровне замыкающих клеток
устьиц (0,09 Вт/м2) является околопороговой для фитохромной составляющей ответа (см.
выше). Таким образом, экспериментальные данные не исключают участия обеих
составляющих – хлорофилл-зависимой и фитохромной – в транспирационном ответе
дикого типа на КС.
a.
c.
b.
Рисунок 4. Влияние освещения красным и
дальним красным светом на
ускорение транспирации
растений гороха дикого типа.
a. КС (670нм, 0,09 Вт/м2)
освещалась адаксиальная
сторона листа
b. ДКС (726нм,0,5 Вт/м2)
освещалась адаксиальная
сторона листа
c. ДКС (726нм, 0,44 Вт/м2)
освещалась абаксиальная
сторона листа
(**) Освещение ДКС с последующим КС.
Освещение листьев растений дикого типа ДКС (726нм, 0,5 Вт/м2) приводило как к
увеличению (i > 0), так и к снижению (i < 0) скорости транспирации (Рис. 4b, Табл. 1). В
случае положительных значений ускорения транспирации (i > 0) амплитуда ответа
14
зависела от времени дня. Так, в утренние часы (11:00 – 13:00) наблюдались максимальные
значения ускорения, с 14:30 до 20:00 – более низкие значения, тогда как в середине дня
ответ отсутствовал. Последующее освещение КС (670нм, 0,09 Вт/м2) приводило к
увеличению скорости транспирации (i > 0) независимо от времени дня (Табл. 1). При
снижении скорости транспирации (i < 0) в ответ на ДКС зависимости интенсивности
ответа от времени дня не наблюдалось (Рис 4b, Табл. 1). Последующее освещение КС
останавливало (i = 0) либо обращало реакцию (i > 0). Разнонаправленные ответы,
полученные в ответ на действие ДКС, также указывают на участие в процессе обоих
рецепторов – и хлорофилла, и фитохрома. Хлорофилл-зависимые устьичные движения
всегда вызывают увеличение скорости транспирации (Brogardh, 1975; Karlsson et al.,
1983), кроме того, их интенсивность зависит от времени суток (Brogardh, Johnsson, 1975).
В представленных экпериментах в ответ на действие ДКС наблюдается увеличение
скорости транспирации, и величина ответа зависит от времени суток, что позволяет
предположить, что этот ответ является хлорофилл-зависимым. Появление же
отрицательного ответа (замедление скорости транспирации) связано, скорее всего, с
фитохромной составляющей, так как у мутанта XL-18 ДКС вызывает только
отрицательный ответ (см. выше).
(***) Действие ДКС при освещении абаксиальной стороны листьев гороха дикого типа.
Для отделения предполагаемой фитохромной сотавляющей ответа у растений гороха
дикого типа проводилось освещение абаксиальной стороны листьев ДКС, 0,44 Вт/м2. В
таких условиях, во-первых, свет попадает непосредственно на устьичный аппарат и
исключается предварительное прохождение светового потока через мезофилл, и вовторых, используемая нами интенсивность света ниже порога, определенного Sharkey и
Rashke для зависимого от фотосинтеза увеличения устьичной проводимости (~ 3 Вт/м2)
(Sharkey, Rashke, 1981); и, в тоже время, выше порога для ДКС-зависимого обращения
низкоэнергетического фитохромного ответа (Shinomura с соавторами показали, что ответ
вызывали интенсивности от 1,41 мкмоль/м2 (= 0,23 Вт/м2) и выше (Shinomura et al., 1996)).
В представленных экспериментах при таком освещении наблюдалось только снижение
скорости транспирации (i < 0) (Рис. 4c, Табл. 1). Этот ответ не зависел от времени суток.
Поскольку ДКС такой низкой интенсивности вызывает снижение скорости транспирации
(подобно действию ДКС на скорость транспирации бесхлорофильного мутанта XL-18), а
также не зависит от времени суток, можно заключить, что ответ на ДКС данной низкой
интенсивности определяется фитохромом. Таким образом, нам удалось разделить
фитохромную и фотосинтетическую составляющие и показать участие обеих в
транспирационном ответе гороха дикого типа.
Спектр действия устьичных движений. Совпадение спектра действия процесса со
спектром поглощения хромофора фоторецептора считается фотобиологически
корректным доказательством участия этого фоторецептора в указанном процессе. В связи
15
с этим для доказательства участия фитохрома в регуляции устьичных движений
необходимо было получить спектр действия устьичных движений бесхлорофильного
мутанта гороха XL-18 в красной области спектра.
1,0
f
0,8
изменение ширины устьичной апертуры,
отн.ед.
изменение ширины устьичной апертуры,
отн.ед.
1,0
601 nm
0,9
0,7
0,6
0,5
0,4
0,3
0,2
a
0,1
0,0
0,01
0,1
1
10
2
интенсивность света, w/m
изменение ширины устьичной апертуры,
отн.ед.
1,0
660 nm
0,9
0,8
0,7
0,6
0,5
0,4
0,8
0,6
0,4
0,2
670 nm
660 nm
601 nm
698 nm
726 nm
0,0
0,3
0,2
0,0
0,01
0,01
b
0,1
0,1
1
0,1
1
10
2
интенсивность света, w/m
10
2
интенсивность света, w/m
0,7
0,6
0,5
0,4
0,3
0,2
c
0,1
0,1
1
10
2
интенсивность света, w/m
698 nm
0,9
0,8
0,7
0,6
0,5
0,4
0,3
0,2
d
0,1
0,0
0,01
0,1
1
10
изменение ширины устьичной апертуры,
отн.ед.
0,8
изменение ширины устьичной апертуры,
отн.ед.
изменение ширины устьичной апертуры,
отн.ед.
670 nm
0,9
0,0
0,01
1,0
1,0
1,0
0,9
726 nm
0,8
0,7
0,6
0,5
0,4
0,3
0,2
0,1
0,0
e
-0,1
-0,2
0,01
0,1
1
10
2
интенсивность света, w/m
2
интенсивность света, w/m
Рисунок 5. Световые кривые – зависимость изменения ширины устьичной апертуры от
интенсивности действующего света.
a. – 601нм; b. – 660нм; c. – 670нм; d. – 698нм; e. – 726нм;
f. – общий вид пяти световых кривых.
Предварительные
эксперименты.
В
качестве
измеряемого
показателя,
характеризующего степень открытости устьиц, могут использоваться два параметра: а)
доля (процент) открытых устьиц и б) средняя ширина устьичной апертуры. Для того,
чтобы выбрать наиболее чувствительный параметр, была исследована зависимость
процента открытых устьиц от средней ширины апертуры. В результате исследования
выяснилось, что для большинства измеренных точек наиболее чувствительным
параметром является ширина апертуры. Этот параметр был избран для измерения спектра
действия. Темновая адаптация. Исследование состояния устьиц в темноте показало, что в
первые 6 часов после перенесения в темноту устьица остаются открытыми в среднем на
90%, что не позволяет регистрировать их открывание в ответ на КС. После 6 часов
темноты устьица начинают закрываться. На таких, исходно «полузакрытых», устьицах
уже можно регистрировать открывание. Таким образом, минимальное время темновой
адаптации, позволяющее нам измерять фитохром-зависимые ответы, должно быть не
менее 6 часов. Однако при более длительной темновой адаптации (более 14 часов)
оказалось, что действие ДКС может вызывать открывание устьиц, предположительно за
16
счет значительного ресинтеза в темноте фитохрома А (Weller et al., 1995). В связи с этим
оптимальным временем темновой адаптации был признан период 8 – 12 часов.
Световые кривые и спектр действия. Было получено пять световых кривых для
красной области спектра (Рис. 5), по которым был построен спектр действия устьичных
движений (Рис. 6). В связи с небольшим количеством световых кривых, данный спектр
действия можно считать предварительным, однако уже из представленного спектра видно,
что предположительное положение максимума, – около 670нм – близко к положению
максимума поглощения фитохрома в красной (Pr) форме (Tu, Lagarias, 2005). Таким
образом, нами впервые получено прямое доказательство участия фитохрома в регуляции
устьичных движений у бесхлорофильного мутанта гороха XL-18.
относительная эффективность ответа, отн.ед
1,1
1,0
0,9
0,8
0,7
0,6
0,5
0,4
0,3
0,2
0,1
0,0
-0,1
560
580
600
620
640
660
680
700
720
740
длина волны, нм
Рисунок 6. Предварительный спектр действия открывания устьиц бесхлорофильного
мутанта гороха XL-18 в красной области действующего света.
Исследование ритмов транспирации.
Существование фотофильной и скотофильной фаз, во время которых растение либо
отвечает, либо не отвечает на световой стимул, характерно для процессов, управляемых
внутриклеточными биологическими часами (Millar, 1999; Gardner et al., 2006). Также
широко известно, что в естественных условиях фитохромы участвуют в подстраивании
периодов эндогенных ритмов к 24 часам (Webb, 2003; Gardner et al., 2006). В ходе
экспериментов по влиянию КС и ДКС на изменение скорости транспирации растений
гороха дикого типа и бесхлорофильного мутанта XL-18 была выявлена зависимость
хлорофилл-зависимого ответа от времени суток (см. ранее: Рис. 4a,b; Табл.1), и
независимость фитохромного. В связи с этим представлялось важным исследовать более
подробно роль фитохрома и хлорофилла в формировании суточного ритма транспирации.
Ритмы транспирации листьев гороха на естественном фотопериоде и в постоянной
темноте. Исследования изменения интенсивности транспирации листьев гороха дикого
типа показали наличие ритмических колебаний с циркадным периодом как в условиях
17
постоянной темноты, так и при естественном фотопериоде. Однако в темноте период
ритма укорачивается и амплитуда падает по сравнению с условиями естественной
Таблица 2. Основные параметры ритмов транспирации исследованных растений
Условия
Растительный
освещения
материал
Параметры ритма
Время
Амплитуда
Сдвиг
Период,
максимума,
максимума,
фазы,
Τ,
Φ, (ч : мин)
Emax,
∆φ,
(ч)
-11
* 10
I день /
(гH2O/устьице/сек)
II день
I день /
эксперимента
II день
(ч : мин)
эксперимента
Естественный
Растения гороха
21:00 ± 0:10 /
15,4 ± 1,3 /
- 3:00
21
фотопериод
дикого типа
18:00 ± 1:00
13,0 ± 1,4
Бесхлорофильный
21:20 ± 0:30 /
13,9 ± 0,24 /
- 0:20
23,7
мутант гороха
21:00 ± 0:30
12,7 ± 4,4
Растения томата
18:20 ± 1:00 /
2,0 ± 0,4 /
+ 2:30
26,5
дикого типа
20:50 ± 2:30
2,2 ± 0,5
Бесфитохромный
__
__
__
__
- 5:30
18,5
XL18
мутант томата
aurea
Постоянная
Растения гороха
13:50 ± 2:00 /
6,9 ± 1,6 /
темнота
дикого типа
08:20 ± 0:20
9,3 ± 3,7
Бесхлорофильный
__
__
__
__
Растения томата
01:30 ± 1:30 /
3,1 ± 0,2 /
+ 3:00
27
дикого типа
04:30 ± 0:30
1,2 ± 0,4
Бесфитохромный
22:10 ± 0:30 /
0,4 ± 0,09 /
- 2:20
21,7
мутант томата
19:50 ± 0:30
0,4 ± 0,13
мутант гороха
XL18
aurea
смены дня и ночи (Табл. 2). Подобные изменения ритма в постоянных условиях широко
известны (Millar et al., 1995b; Millar, Kay, 1996) и связаны с отсутствием подстраивания
«хода» биологических часов к локальному времени (Gardner et al., 2006). Сохранения
околосуточного ритма транспирации листа гороха в постоянной темноте в течение двух
суток также свидетельствует в пользу эндогенной природы этого ритма. Для полного
18
доказательства эндогенности необходимо было бы проследить сохранение ритмичности в
течение 3-4 суток в постоянных условиях. Однако для гороха это оказалось невозможным,
скорость транспирации, г Н2О/устьице/сек
скорость транспирации, gH2O stoma s
-1 -1
a.
2x10
-10
2x10
-10
1x10
-10
5x10
-11
day
day
B
0
12:00
16:00
20:00
24:00
28:00
32:00
36:00
40:00
44:00
48:00
52:00
время
времясуток,
суток,чч.
скорость транспирации, г Н2О/устьице/сек-1
скорость транспирации, gH2O stoma s
-1
b.
3,0x10
-10
former day
2,0x10
-10
1,0x10
-10
former day
D
0,0
20:00 24:00 28:00 32:00 36:00 40:00 44:00 48:00 52:00 56:00 60:00 64:00 68:00 72:00
время суток, ч.
время суток, ч.
Рисунок 7. Ритмы транспирации бесхлорофильного мутанта гороха XL-18:
a. на естественном фотопериоде;
b. в постоянной темноте
(представлена усредненная кривая и для примера две индивидуальные кривые).
в связи с тем, что его нежные листья вянут, если находятся под ветром в камере больше
двух суток. Необходимо также отметить, что основная масса работ, прослеживающих
ритмичность в течение трех и более суток, сделана при постоянном освещении (Millar et
al., 1995a; Zhong et al., 1998). В условиях постоянной темноты ритмы прослеживают лишь
19
в течение 2 – 3 суток и отмечают резкое падение амплитуды и значительные изменения
периода (Millar et al., 1995b; Millar, Kay, 1996; Nakahira et al., 1998).
скорость транспирации,
gH2O stoma s
скорость транспирации,
г Н2О/устьице/сек
-1 -1
a.
3,0x10
-11
2,5x10
-11
2,0x10
-11
1,5x10
-11
1,0x10
-11
5,0x10
-12
day
day
B
0,0
12:00
16:00
20:00
24:00
28:00
32:00
36:00
40:00
44:00
48:00
52:00
время суток, ч.
время суток, ч.
скорость транспирации, gH2O stoma
s
-1 -1
скорость транспирации, г Н2О/устьице/сек
b.
former day
former day
-12
6,0x10
-12
4,0x10
-12
2,0x10
D
0,0
20:00
24:00
28:00
32:00
36:00
40:00
44:00
48:00
52:00
56:00
60:00
64:00
время суток, ч.
время суток, ч.
Рисунок 8. Ритмы транспирации бесфитохромного мутанта томата aurea:
a. на естественном фотопериоде
(представлена усредненная кривая и две индивидуальные кривые);
b. в постоянной темноте.
У бесхлорофильного мутанта гороха XL-18 скоординированные ритмические
колебания скорости транспирации были обнаружены лишь при естественном фотопериоде
(Рис. 7а; Табл. 2). В постоянной темноте наблюдалась асинхронность ритмов: для каждого
листа прослеживался некий ритм, но фазы их были произвольно сдвинуты и выявить
средней кривой не удалось. (Рис. 7b). Отсутствие четкого ритма транспирации у растений
бесхлорофильного мутанта гороха XL-18 в постоянной темноте позволяет предположить,
что процессы, связанные с фотосинтезом (например, накопление сахаров
20
фотосинтетического происхождения в замыкающих клетках), участвуют в поддержании
ритмичности транспирации в темноте.
Ритмы транспирации листьев томата дикого типа и бесфитохромного мутанта
aurea на естественном фотопериоде и в постоянной темноте. Для растений томата
дикого типа, как и для гороха дикого типа, наблюдались околосуточные ритмические
колебания интенсивности транспирации как на естественном фотопериоде, так и в
постоянной темноте (Табл. 2), что свидетельствует об эндогенном характере ритма. В
условиях постоянной темноты околосуточный ритм наблюдался и для бесфитохромного
мутанта томата aurea (Рис. 8b). Однако на естественном фотопериоде ритм
транспирации этого бесфитохромного мутанта полностью нарушался (Рис. 8a).
Полученные данные говорят о том, что эндогенный ритм транспирации подстраивается к
локальному времени именно фитохромом. Его отсутствие вызывает сбой и разлад ритма,
который восстанавливается и становится циркадным только при снятии освещения, – в
постоянной темноте.
Исследования ритмов устьичных движений. Для сравнения с ритмами транспирации
были исследованы непосредственно ритмы устьичных движений для бесхлорофильного
мутанта гороха XL-18, бесфитохромного мутанта томата aurea и соответствующих
растений дикого типа. Результаты исследования представлены на рисунке 9. Поскольку
циркадная регуляция “поведения” устьиц, в частности у бобовых, многократно показана
различными авторами (Gorton et al., 1989; 1993), наблюдения проводились только на
естественном фотопериоде.
Ритмы устьичных движений растений гороха дикого типа и бесхлорофильного
мутанта XL-18. Для устьичных движений растений гороха дикого типа и
бесхлорофильного мутанта XL-18 характерны сходные типы кривых – утреннее
открывание, дневное закрывание и вечернее открывание (Рис. 9а). При этом совпадают
амплитуды утренних пиков (85% открытых устьиц) и время дневного закрывания (13:20 ±
00:55 – для растений гороха дикого типа и 13:40 ± 00:50 – для бесхлорофильного мутанта
XL-18). Однако для мутанта XL-18 наблюдается более сильное закрывание – закрывается
до 20% всех устьиц (до 10% - у растений гороха дикого типа) и меньшая амплитуда
вечернего пика – 70% открытых устьиц (90% - у растений гороха дикого типа). Таким
образом, отсутствие фотосинтетического аппарата сказывается на амплитуде ритма, но не
изменяет его фазы. Точно такие же выводы мы получили при исследовании ритмичности
транспирации (см. выше).
Ритмы устьичных движений растений томата дикого типа и бесфитохромного
мутанта aurea. Кривые ритма устьичных движений растений томата дикого типа и
мутанта aurea существенно отличаются друг от друга (Рис. 9b). Для дикого типа
наблюдается характерное для таких ритмов дневное закрывание устьиц (12:40 ± 00:50),
сопровождающееся вторым вечерним открыванием. Тогда как устьица бесфитохромного
21
мутанта aurea после позднего утреннего открывания фактически не закрываются в
течение всего периода наблюдений: с 10:40 до 20:40 среднее количество открытых устьиц
составляет 83,1 ± 1,52%. Таким образом, отсутствие фитохрома вызывает нарушения
ритма устьичных движений. Такие же выводы были сделаны нами при исследовании
ритма транспирации (см. выше).
a.
110
90
открытые устьица, %
количество открытых устьиц, %
100
80
70
60
50
горох, дикий тип
XL18 бесхлорофильный
мутант
40
30
08:00
10:00
12:00
14:00
16:00
18:00
20:00
время суток, ч.
время суток, ч.
b.
количество открытых устьиц, %
открытые устьица, %
100
90
80
70
60
50
томат, дикий тип
aurea, бесфитохромный
мутант
40
30
08:40
10:40
12:40
14:40
16:40
18:40
20:40
время суток,
суток, ч.
ч.
время
Рисунок 9. Ритмы устьичных движений на естественном фотопериоде:
a. растений гороха дикого типа и бесхлорофильного мутанта XL-18;
b. растений томата дикого типа и бесфитохромного мутанта aurea.
ЗАКЛЮЧЕНИЕ.
Наличие большого количества альтернативных метаболических путей и регуляторных
механизмов связывают с прикрепленным образом жизни растений. В этой связи
замыкающие клетки устьиц представляют собой уникальную систему, для которой
22
характерно, возможно, максимальное количество «обходных» путей на разных уровнях –
это и уникальный набор ионных каналов, и наличие альтернативных путей трансдукции
сигнала, и использование альтернативных осмотиков. В эту комплексную систему
логично укладывается и возможность регуляции устьичных движений всеми известными
фоторецепторами растений, а также «надсистемный» контроль со стороны эндогенных
биологических часов. Регуляция работы устьиц фототропинами и криптохромами, а также
хлорофилл-зависимая составляющая фоторегуляции были показаны ранее, наша работа
впервые представляет прямые доказательства участия фитохромов в этом процессе.
Обратимость транспирационного ответа на красный свет дальним красным и дозовая
зависимость этого ответа указывают на участие в процессе фитохрома В. По этим же
данным ответ можно отнести к низкоэнергетическому типу фитохромных ответов (LFR).
Предварительный спектр действия устьичных движений бесхлорофильного мутанта,
измеренный в области 600 – 730 нм, имеет максимум около 670нм, что тоже подтверждает
фитохромную природу ответа.
В зеленых растениях в ответе на красный и дальний красный свет участвуют как
фитохром, так и хлорофилл. Впервые удалось разделить фитохромную и
фотосинтетическую составляющие в регуляции транспирации. Фитохром вызывает как
усиление, так и снижение транспирации в зависимости от длины волны действующего
света (красного или дальнего красного), амплитуда ответа не зависит от времени суток.
Хлорофилл-зависимые ответы вызывают только усиление транспирации, и их амплитуда
зависит от времени суток.
С помощью мутантных растений удалось выявить особенности регуляции циркадного
ритма транспирации и устьичных движений фотосинтетической и фитохромной
составляющими: первая необходима для поддержания ритма в течение темнового
периода, тогда как вторая подстраивает ритм к местному фотопериоду.
Таким образом, в работе доказано не только наличие фитохромного ответа в устьичных
движениях и транспирации, но и показано его физиологическое значение в регуляции
устьичной транспирации.
ВЫВОДЫ.
1.
2.
Получены прямые доказательства участия фитохрома в регуляции устьичных
движений и транспирации у растений гороха ДТ и бесхлорофильного мутанта
XL-18;
Действие красного света на траспирацию обращается действием дальнего
красного света, при этом ответ укладывается в характерный для
низкоэнергетических реакций интервал интенсивностей, что позволяет отнести
его к ответам, опосредованным фитохромом В;
23
3.
4.
5.
Обнаружено, что в регуляции циркадного ритма устьичных движений и
транспирации участвуют фитохромная и фотосинтетическая составляющие;
Фитохромная составляющая регулирует подстройку циркадного ритма
устьичных движений и транспирации к местному фотопериоду: отсутствие
фитохрома нарушает ритм при естественной смене дня и ночи, но не влияет на
ритм в постоянной темноте;
Фотосинтетичесая составляющая необходима для поддержания ритма в течение
темнового периода: отсутствие хлорофилла и фотосинтетического аппарата
сбивает фазу ритма в постоянной темноте, но не влияет на ритм при
естесвенном фотопериоде.
СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ.
1. Sokolskaya (Konstantinova) S.V., Andreeva S.E., Goryaeva O.V., Ogorodnikova
(Bashtanova) O.B. Phytochrome and chlorophyll involvement in regulation of stomatal
transpiration in C3 plants. // Book of Abstracts of the XI International Congress on
Photosynthesis. Budapest, Hungary. 1998, SY12-P9, p. 141.
2. Сокольская (Константинова) С.В., Баштанова У.Б. Участие биологических часов и
фитохрома в создании циркадного ритма устьичной транспирации у С3 растений. //
Тезисы докладов IV съезда общества физиологов растений России. 1999, т.2, с.702703.
3. Сокольская
(Константинова)
С.В.,
Баштанова
У.Б.
Фитохромная
и
фотосинтетическая составляющие в формировании циркадного ритма устьичной
транспирации. // Тезисы VII молодежной конференции ботаников. 2000, с.158.
4. Сокольская (Константинова) С.В., Волкова П.А., Баштанова У.Б. Сравнительное
исследование циркадных ритмов транспирации и устьичных движений у С3
растений и их фоторецепторных мутантов. // Вестник Башкирского Университета,
2001, №2, с.77-79.
5. Мазина С.Е., Сокольская (Константинова) С.В., Горяева О.В., Баштанова У.Б.
Исследование ультраструктуры хлоропластов замыкающих клеток устьиц
бесхлорофильного мутанта Pisum sativum L. XL-18. // Вестник Башкирского
Университета, 2001, №2, с.61-63.
6. Сокольская (Константинова) С.В., Волкова П.А., Баштанова У.Б. Различные роли
двух рецепторов красного света – хлорофилла и фитохрома – в регуляции
циркадного ритма устьичных движений у С3 растений на примере Pisum sativum L.
и Lycopersicon esculentum Mill. // Материалы III съезда фотобиологов России, 2001,
с. 203-204.
7. Сокольская (Константинова) С.В., Мазина С.Е., Горяева О.В., Баштанова У.Б.
Исследование роли фитохрома и биологических часов в регуляции устьичных
движений. // Материалы международной конференции аспирантов и студентов по
фундаментальным наукам «Ломоносов», секция: биология, 2001, вып. 6, с.39-40.
24
8. Сокольская (Константинова) С.В., Баштанова У.Б. Светозависимые движения
замыкающих клеток устьиц. Темновая адаптация при получении спектра действия в
красной области. // Тезисы докладов II международной конференции по анатомии и
морфологии растений, 2002, с. 345-346.
9. Кочетова Г.В., Сокольская (Константинова) С.В., Баштанова У.Б. Доказательства
отсутствия функционального фотосинтетического аппарата в замыкающих клетках
устьиц бесхлорофильного мутанта гороха XL-18. // Физиология растений и экология
на рубеже веков: материалы всероссийской научно-практической конференции,
Яросл. гос. ун-т - Ярославль, 26-28 мая 2003, с. 33-34.
10. Сокольская (Константинова) С.В., Кочетова Г.В., Баштанова У.Б. Циркадный ритм
транспирации. Регуляция светом и биологическими часами. // V съезд общества
физиологов растений России и Международная конференция "Физиология растений
- основа фитобиотехнологии", Пенза, 15-21 сентября 2003, ИФР РАН, 2003, с. 7576.
11. Sokolskaya (Konstantinova) S.V., Sveshnikova N.V., Kochetova G.V., Solovchenko A.E.,
Gostimski S.A., Bashtanova O.B. Involvement of phytochrome in regulation of
transpiration: red-/far red-induced responses in the chlorophyll-deficient mutant of pea. //
Functional Plant Biology, 2003, 30: 1249-1259.
12. Кочетова Г.В., Константинова С.В., Баштанова У.Б. Участие фитохромов А и В в
регуляции устьичных движений на примере Pisum sativum L. и его
бесхлорофильного мутанта мутанта XL18. // Тезисы докладов XII международной
конференции студентов, аспирантов и молодых учёных «Ломоносов – 2005».
Секция «Биология»; 12-15 апреля 2005г., − М.: МАКС Пресс, 2005, с.109-110.
13. Кочетова Г.В., Константинова С.В., Баштанова У.Б. Участие фитохромов А и В в
регуляции устьичных движений на примере Pisum sativum L. и его
бесхлорофильного мутанта XL18. // IV Съезд фотобиологов России. 26-30 сентября
2005 г. Материалы съезда. - Саратов, 2005. - С.87-90.
14. Кочетова Г.В., Константинова С.В., Баштанова У.Б. Участие фитохромов А и В в
регуляции устьичных движений на примере Pisum sativum L. и его
бесхлорофильного мутанта XL18. // Регуляция роста, развития и продуктивности
растений (Материалы IV Международной научной конференции, г. Минск, 26-28
октября 2005). - Мн.: Право и экономика, 2005.- С. 115.
15. Кочетова Г.В., Константинова С.В., Баштанова У.Б. Доказательство участия
фитохрома в регуляции транспирации и устьичных движений. // Сигнальные
системы клеток растений: роль в адаптации и иммунитете. Тезисы докладов второго
международного симпозиума. Казань, 27-30 июня 2006 года. Казань:
«ФизтехПресс» КФТИ КазНЦ РАН, 2006. - С.188-189