физиология человека и животных - Начало
реклама
Министерство общего и профессионального образования Российской Федерации Ярославский государственный университет им. П.Г. Демидова И.Ю. Мышкин, О.А. Ботяжова, А.И. Давыдов, Е.В. Рябухина, В.Е. Середняков, Н.Н. Тятенкова ФИЗИОЛОГИЯ ЧЕЛОВЕКА И ЖИВОТНЫХ Учебно-методическое пособие Для студентов биологических специальностей, выполняющих курсовые работы по дисциплине "Физиология человека и животных" Ярославль 1998 2 ББК Е903я73 Ф50 Мышкин И.Ю., Ботяжова О.А., Давыдов А.И., Рябухина Е.В. , Середняков В.Е. , Тятенкова Н.Н. Физиология человека и животных: Учеб.-метод. пособие; Яросл. гос. ун-т. Ярославль, 1998. 120 с. Пособие представляет собой руководство по проведению экспериментальных исследований и содержит задания по основным разделам физиологии, которые студенты в основном должны выполнить самостоятельно. В описании каждого задания содержатся все необходимые сведения для его выполнения, приводятся источники литературы, по которым можно получить исчерпывающую информацию о работе. При этом студенты получают практические навыки работы с разнообразными методами физиологических исследований, а также с элементами биохимических и других методик, используемых для изучения физиологических процессов. Предназначается для студентов-биологов, выполняющих курсовые работы по дисциплине “Физиология человека и животных”, а также для преподавателей биологических факультетов университетов и медицинских вузов. Рецензенты: кафедра нормальной физиологии Ярославской государственной медицинской академии; профессор В.П. Михайлов ISBN 5-230-20536-9 Ярославский государственный университет, 1998 Кол. авторов, 1998 3 4 ВВЕДЕНИЕ Современный период развития физиологии характеризуется рядом значительных достижений, в большинстве своем обусловленных совершенствованием существующих и разработкой новых методов исследования. Важную роль в этом сыграло быстрое совершенствование усилительной и регистрирующей электронной аппаратуры, создание разнообразных систем преобразования неэлектрических процессов в электрические, применение новых методов обработки данных экспериментов. Цель издания данного учебно-методического пособия состояла в том, чтобы дать студентам навыки самостоятельного планирования и проведения экспериментальных исследований в разных отраслях физиологии. При этом мы исходили из того, что специа-листу-биологу необходимо иметь как теоретические знания, так и навыки практических исследований. При составлении цикла лабораторных исследований мы руководствовались следующими задачами: 1) познакомить студентов с принципами работы, возможностями и правилами использования современной лабораторной техники; 2) разработать новые формы выполнения на современном методическом уровне некоторых классических лабораторных работ; 3) выработать навыки самостоятельного планирования, проведения и анализа результатов лабораторного эксперимента; 4) ввести новые лабораторные работы, знакомящие с рядом современных теоретических и практических проблем физиологии; 5) дать основные правила биоэтики проведения лабораторных исследований на животных. Приборы и оборудование Электростимулятор Электронный стимулятор (ЭС) пришел на смену аккумулятору, индукционному аппарату Дюбуа-Реймона, реохорду и другим приборам. Современный стимулятор дает возможность точно регулировать силу стимула, время его действия, скорость (крутизну его нарастания и спа5 да), а также периодичность повторения стимула. Стимулятор представляет собой генератор прямоугольных импульсов (форма стимулов может быть пилообразной, синусоидальной и т.д.) с независимой регулировкой частоты, длительности и амплитуды. Он имеет низкоомный выход, что обеспечивает независимость выходного напряжения от сопротивления объекта. ЭС предназначен для электрического воздействия на различные биологические объекты прямоугольными импульсами или напряжением постоянного тока произвольной длительности, регулируемой амплитуды. Частота следования импульсов регулируется в пределах от 0,1 до 1000 имп./сек. При этом имеется как ступенчатая разбивка частоты следования на 4 диапазона: 0,1-1, 1-10, 10-100, 1001000 имп./сек., так и плавная регулировка в рамках каждого диапазона. По такому же принципу регулируется длительность импульса и его амплитуда. Предусмотрена возможность кнопочного запуска (переключатель "род работы" в положение "пуск") для получения одиночных импульсов с помощью выносной кнопки. Регистрирующие приборы Эти приборы предназначены для преобразования электрических сигналов, поступающих к ним от преобразователей и усилителей, в процессы, воспринимаемые нашими органами чувств, т.е. предназначены для того, чтобы сделать доступным исследуемый процесс звуковому или зрительному восприятию. Наибольшее распространение благодаря простоте, удобству и надежности в работе получили перьевые гальванометры, которые стали основой различного типа универсальных чернильнопишущих самописцев. Во входное гнездо подается исследуемый электрический сигнал. Предварительный усилитель предназначен для усиления по напряжению малых входных сигналов. В этом блоке осуществляется ступенчатая и главная регулировка величины записываемого на бумажную ленту сигнала, т.е. регулировка чувствительности прибора. Усилитель производит дальнейшее усиление входного сигнала по мощности и обеспечивает работу перьевого гальванометра. В этом блоке производится регулировка нулевой линии пера самописца. Перьевой гальванометр (обычно магнитно-электрической системы) состоит из рамки, помещенной в поле магнита. На рамке, через которую протекает ток, пропорциональный величине сигнала, укреплено перо, соединенное трубочкой с резервуаром для чернил. Исследуемый процесс записывается на движущуюся бумажную ленту. Заданную скорость движения ленты обеспечивает лентопротяжный механизм с кнопочным переключателем скоростей. 6 Преобразователи неэлектрических параметров в электрические Из многих видов датчиков, основанных на различных принципах преобразования физических величин в эквивалентные электрические сигналы, наибольшее распространение получили системы: фото-, термо- и механоэлектрических датчиков. Фотоэлектрические датчики преобразуют лучистую энергию в электроток или изменяют под ее влиянием течение тока в цепи. Из фотоэлектрических датчиков наиболее распространены фотоэлементы. Когда свет от лампочки попадает на фотодиод, то в цепи его нагрузки возникает ток. Под влиянием света фотодиод становится источником электродвижущей силы. Если промодулировать световой поток по интенсивности, то амплитудное значение возникающего в цепи тока также будет изменяться по закону модулирующего сигнала. В нашем случае роль модулирующего фактора светового сигнала выполняет механический рычаг - пластинка. Один конец пластинки снабжен флажком, к другому крепится мышца. При сокращении мышцы флажок осуществляет модуляцию светового потока. Присоединив фотодиод к самописцу, производим запись возникающего электрического сигнала, т.е. механического мышечного сокращения. Графическое изображение мышечного сокращения с помощью рычажка фотопреобразователя называется механограммой. Электроды Электроды служат связующим звеном между приборами и объектом. Существует много различных форм электродов, особенности которых определяются их назначением. В зависимости от роли, выполняемой в эксперименте, электроды могут быть стимулирующими (раздражающие) или отводящими. Один и тот же электрод может выполнять как ту, так и другую функцию. По конструкции, рассчитанной на определенный способ отведения (раздражения), электроды подразделяются на биполярные и униполярные. При униполярном методе различают активный (дифферентный) электрод и пассивный (индифферентный). Активный электрод располагают в зоне отведения потенциалов или на том участке ткани, который необходимо подвергнуть воздействию. Пассивный электрод помещают в некотором отдалении от активного, обычно на участке, имеющем низкий и относительно постоянный потенциал, либо на умерщвленном участке ткани, либо в окружающую объект жидкую электропроводную среду. При этом в ряде случаев необходимо, чтобы площадь поверхности, контактирующей с объектом, у пассивного электрода была в несколько раз больше, чем у 7 активного. Индифферентные электроды часто выполняются в виде пластинки из серебра или олова. Существует ряд общих требований, предъявляемых ко всем электродам: они не должны оказывать на объект вредного влияния, менять своих свойств при прохождении через них тока и не должны сами становиться источником потенциалов. Последнее особенно важно при электрофизиологических исследованиях, когда отводимые потенциалы малы и могут быть значительно искажены поляризованными потенциалами, возникающими на границе контакта электрод-объект. Как известно, импульсные или переменные токи дают незначительный эффект поляризации, поэтому при работе с ними можно пользоваться любыми металлическими электродами, не реагирующими с электролитами тканей объекта и не выделяющими ионов, изменяющих состояние объекта. Такими свойствами и обладают благородные металлы (золото, серебро, платина), а также нержавеющая сталь, никель, нихром и др. В противоположность этому постоянный ток, проходя через электроды и ткани объекта, вызывает ряд электрохимических процессов. В результате между электродами возникает разность потенциалов, по знаку противоположная воздействующему или отводимому потенциалу. Поэтому при воздействии на объект постоянным током, а также при отведении медленно изменяющихся или постоянных потенциалов необходимо применять неполяризующиеся электроды. Такими свойствами обладает любой металл, покрытый слоем своей труднорастворимой соли или погруженный в насыщенный раствор своей соли. Чаще всего в этих случаях используются серебряные электроды, покрытые слоем хлористого серебра, в которых перенос электрического тока осуществляется непрерывно через соединение металл-электролит с помощью обратимой химической реакции: Ag 5 + 0 + Cl 5 - 0 = AgCl + e 5 - 0 (электрон). Методика изготовления хлорсеребряных отводящих электродов Неполяризующие серебряные электроды, покрытые хлористым серебром, изготавливают непосредственно для каждого опыта. Для этого электроды из серебряной проволоки опустить в 1%-ный раствор хлористого натрия. Оба полюса серебряных электродов соединить с анодом аккумулятора, другой полюс аккумулятора соединить с тем же раствором хлористого натрия через угольный электрод. 8 При пропускании тока серебряные полюса электродов в течение нескольких минут покрываются белым налетом хлористого серебра. Такая комбинация Ag - AgCL в соприкосновении с мышцей через физиологический раствор дает очень слабый поляризационный ток, которым при измерении физиологических параметров можно пренебречь. Физиологические растворы В физиологических экспериментах используются искусственные растворы, имеющие с кровью одинаковое осмотическое давление (изотонический раствор). Для теплокровных животных и человека таким раствором является 0,9%-ный раствор NaCl, для лягушек - 0,65%-ный раствор NaCl. Такой раствор называется физиологическим. Но даже для смачивания подсыхающих поверхностей он малопригоден, так как содержит один катион, в силу чего изменяет возбудимость тканей. Разработаны рецепты растворов, соответствующие содержанию отдельных солей в плазме. Эти растворы применяются как кровезамещающие в острых и хронических опытах, а также для перфузии изолированных органов, увлажнения поверхностей подсыхающих тканей во время острых опытов. Для холоднокровных животных - это раствор Рингера, который имеет следующий состав (в г/л дистиллированной воды) : NaCl - 0.65; KCl - 0.1; CaCl2 - 0.1; NaHCO3 - 0.2. Способы обездвиживания животных Чтобы произвести на лягушке острый опыт, ее необходимо прежде всего обездвижить. Этого достигают применением наркотических веществ, миорелаксантов или разрушением центральной нервной системы. В качестве наркотических средств используют эфир или алкоголь. Наркотизацию проводят в небольшом эксикаторе, куда помещают лягушку и ватку, смоченную эфиром. В случае применения алкоголя 250300 мл 10%-ного раствора спирта наливается непосредственно на дно эксикатора. Миорелаксант (вещество, нарушающее передачу нервных импульсов с нерва на мышцу) в соответствующей дозе, зависящей от свойств выбранного обездвиживающего препарата, вводят в подкожный лимфатический мешок. Для выполнения работ по нервно-мышечной физиологии целесообразно обездвижить лягушку разрушением ЦНС. Это делают следующим 9 образом. Лягушку берут за спинку большим и указательным пальцами правой руки. Завертывают ее в салфетку, оставляя открытой лишь голову. При этом передние лапки нужно плотно прибинтовать к туловищу, а задние туго спеленать в вытянутом состоянии. Лягушку берут в левую руку и указательным пальцем нагибают ей голову. Концом препаровальной иглы (зонд) проводят по средней линии головы сверху вниз. Проходя по затылочной кости, зонд соскальзывает в ямку. В этом месте под кожей расположена атлантоокципитальная мембрана. Прокалывают кожу и мембрану и, повернув иглу кверху, вводят ее (без насилия) через затылочное отверстие в полость черепа, вращательными движениями разрушают головной мозг, сначала одно полушарие, затем другое. После этого слегка извлекают зонд, поворачивая его, вводят в спинномозговой канал. Признаком того, что конец зонда попал в мозг, является общее вздрагивание лягушки. Тщательно разрушают спинной мозг, вращая зонд, несколько извлекая его из канала и снова погружая в него. Спинной мозг должен быть разрушен особенно тщательно, иначе нервно-мышечный препарат быстрее перестанет реагировать на раздражение нерва. Можно разрушить ЦНС и другим способом. Для этого завернутую в салфетку лягушку держат в левой руке, вводят ей в рот тупую браншу ножниц и отсекают верхнюю челюсть с черепной коробкой. В открытый спинно-мозговой канал вводят зонд и вращательными движениями разрушают мозг. Второй способ более травматичен, так как вызывает значительные потери. Однако при таком способе обездвиживания нервно-мышечный препарат сохраняет возбудимость более длительное время. Приготовление физиологических препаратов 1. Приготовление нервно-мышечного препарата Обездвиженную лягушку держат за задние конечности и перерезают позвоночник на 1 см выше сочленения тазовых костей, отделяют всю свисающую часть туловища и большую часть внутренностей. Захватив большим пинцетом остаток позвоночника, а свободной рукой край кожи со спины, быстрым движением снимают кожу с обеих лапок, так, чтобы она вывернулась наизнанку, подобно чулку. При снятии кожи надо постараться не разорвать ее. Препарат укладывается на чистую сторону препароваль-ной доски. После этого необходимо тщательно вымыть руки и инструменты. Кожные железы лягушки секретируют 10 слизь, обладающую ядовитым действием на возбудимые структуры. Попадая на мышцы и нервы, она способствует быстрой потере их возбудимости. Поэтому нельзя допускать контакта обнаженных мышц и нервов с кожей и слизью. После удаления внутренностей с обеих сторон от позвоночника видны седалищные нервные сплетения, выходящие из позвоночника тремя корешками каждый. Таким образом получают препарат двух задних лапок лягушки. Далее, пинцетом держат край позвоночника так, чтобы лапки висели вниз под прямым углом к позвоночнику и осторожно большими ножницами вырезают копчиковую кость - уростиль, который при таком положении препарата выделяется кверху. Для этого осторожно подрезают мышцы с обеих сторон уростиля до самого позвоночника. Укладывают препарат на препаровальную доску, смоченную физиологическим раствором. Остаток позвоночника осторожно большими ножницами рассекают по средней линии, разрезают тазовые кости, затем в области тазобедренных суставов разъединяют лапки. Одну лапку помещают в чашку Петри (влажная камера) на фильтровальную бумагу, смоченную физиологическим раствором (раствором Рингера). Другой такой же бумажкой прикрывают препарат сверху. Вторая лапка подвергается дальнейшей обработке. Придерживая лапку пинцетом за кусочки оставшихся позвонков, подводят кончики маленьких ножниц под седалищное сплетение так, чтобы кусочки позвонков остались в соединении с нервом, и перерезают тазовую кость около позвонков. Нерв отпрепаровывают до тазобедренного сочленения и препарат поворачивают на брюшную сторону. На бедре видны полуперепончатая, двуглавая и треглавая мышцы. В бороздке между полуперепончатой и двуглавой мышцами разрывают фасцию сустава начиная от тазобедренного сочленения до коленного. Двуглавую и полуперепончатую мышцы раздвигают стеклянными крючками в стороны. Между ними лежит седалищный нерв и параллельно ему бедренная артерия. Пинцетом приподнимают нерв за кусочки позвоночника и отпрепаровывают его до коленного сустава. Нерв отбрасывают на мышцы голени и стопы. Затем большими ножницами срезают мышцы бедра и перерезают бедренную кость. Таким образом получают изолированную заднюю лапку лягушки с седалищным нервом (физиологический реоскоп). Из изолированной лапки можно приготовить нервно-мышечный препарат: седалищный нерв + икроножная мышца. Для этого лапку берут за стопу и поворачивают икроножной мышцей кверху. Лапку сгибают в голеностопном суставе, поверх которого находится ахиллово сухожилие. Сухожилие подрезают ножницами у места его прикрепле11 ния к кости. Затем, захватив его пинцетом, осторожно отделяют икроножную мышцу до коленного сустава. Кости голени ниже коленного сустава перерезают ножницами. Получился нервно-мышечный препарат: икроножная мышца с ахилловым сухожилием и коленным суставом и седалищный нерв с половинкой позвоночника. Для приготовления препарата изолированной икроножной мышцы после снятия кожи, не препарируя нервов, подсекают ахиллово сухожилие способом, описанным выше, выделяют мышцу и перерезают кости: голени - ниже коленного сустава, бедренную - над коленным суставом, оставляя как можно меньше мышечной ткани. Во время препаровки нельзя допускать подсыхания мышц и нервов. Необходимо периодически увлажнять их раствором Рингера для холоднокровных с помощью глазной пипетки или мягкой кисточки. Хранить препарат следует во влажной камере. При выполнении всех указанных требований готовый препарат не теряет возбудимости достаточно длительное время. 2. Техника обнажения сердца лягушки Обездвижить лягушку разрушением центральной нервной системы. Закрепить лягушку на препаровальной доске брюшком кверху. Захватить пинцетом кожу на середине брюшка и подсечь ее ножницами. В отверстие ввести браншу ножниц и произвести разрезы, идущие от середины брюшка к плечевым суставам, а затем по краю нижней челюсти к ее середине. Кожный лоскут срезать и вымыть инструменты и руки для предотвращения попадания кожного секрета на сердечную ткань. Пинцетом приподнять мечевидный отросток грудины, непосредственно у нижнего края его сделать небольшой поперечный надрез. При этом не следует повреждать переднюю брюшную вену, которая идет снизу по средней линии и несколько ниже мечевидного отростка уходит вглубь к печени. Ввести в разрез браншу ножниц и рассечь справа и слева плечевой пояс. Кожно-мышечный лоскут приподнять и срезать. Под ним откроется лежащее в перикарде и сокращающееся сердце. Осторожно приподняв пинцетом перикард, рассечь его в продольном направлении, обнажая сердце. 12 ФИЗИОЛОГИЯ ВОЗБУЖДЕНИЯ Работа 1. Исторические опыты по электрофизиологии Биоэлектрические явления в возбудимых тканях могут быть обнаружены как биологическими, так и физическими методами с помощью приборов. Именно биологический метод позволил Гальвани впервые доказать существование "животного электричества" и положить начало новому направлению в физиологии - учению об электрических процессах в организме. •Задание 1: Воспроизвести 1-й опыт Гальвани (с металлом). Суть 1-го опыта Гальвани состоит в том, что при соприкосновении нервно-мышечного препарата с биметаллическим пинцетом наблюдается сокращение мышцы. Необходимо для работы: биметаллический пинцет, препаровальный набор, пипетка, вата, раствор Рингера. Объект исследова-ния - нервно-мышечный препарат лягушки. Методика выполнения работы Приготовить нервно-мышечный препарат двух задних лапок лягушки, не отделяя их друг от друга. Подвести одну браншу биметаллического пинцета под корешки крестцового отдела спинного мозга лягушки. При соприкосновении второй бранши с мышцами бедра лягушки возникает сокращение мускулатуры всего препарата. В течение опыта необходимо обильно орошать препарат раствором Рингера. Оформить протокол и зарисовать схему опыта. Сделать выводы. •Задание 2: Воспроизвести 2-й опыт Гальвани (сокращение без металла). Второй опыт Гальвани состоял в том, что сокращение мышц лапки лягушки воспроизводилось без участия металла путем набрасывания отпрепарированного седалищного нерва на поврежденный участок мышцы голени. Потенциал, возникающий между поврежденным и неповрежденным участками, называется "потен-циалом повреждения". Необходимо для работы: набор препаровальных инструмен-тов, стеклянный крючок, стеклянная пла13 стинка, раствор Рингера. Объект исследования - нервно-мышечный препарат лягушки. Методика выполнения работы Часть мышцы нервно-мышечного препарата, прилегающую к коленному суставу, повредить, положить препарат на стеклянную пластинку и на поврежденный участок мышцы стеклянными крючками набросить нерв так, чтобы его средняя часть касалась неповрежденной поверхности мышцы. Оформить протокол и зарисовать схему опыта. Объяснить принципиальную разницу между 1-м и 2-м опытами Гальвани. Сделать выводы. •Задание 3. Вторичный тетанус (опыт Маттеучи) Сокращение мышц нервно-мышечного препарата можно вызвать, прикладывая нерв к сокращающимся мышцам другого препарата. Опыт свидетельствует о том, что в сокращающейся мышце возникают токи, достаточные для раздражения нерва другого препарата. Эти токи получили название "токов действия". Необходимо для работы: стимулятор, держатель, набор препаровальных инструментов, раствор Рингера. Объект исследования - два нервномышечных препарата лягушки. Методика выполнения работы Приготовить два препарата задних лапок лягушки. Мышцы бедра удалить, а обе лапки за бедренную кость закрепить в держателях. Нерв одного препарата поместить на электроды, а нерв другого - расположить вдоль икроножной мышцы первого. Вызывая ритмическими раздражениями нерва тетаническое сокращение мышц первого препарата, наблюдать за сокращениями мышц второго. Зарисовать схему проведения опыта. Объяснить возникновение токов действия. Сделать выводы. •Задание 4. Воспроизвести опыт Кёлликера-Мюллера. При сокращении сердечной мышцы в ней возникают токи действия, которые достаточно велики, чтобы вызвать раздражение нерва в нервно-мышечном препарате. 14 Необходимо для работы: набор препаровальных инструментов, шелковая нитка, стеклянный крючок, часовое стекло, раствор Рингера. Объект исследования - лягушка. Методика выполнения работы Обездвижить лягушку, вскрыть грудную полость, обнажить сердце и снять перикард. Перевязать дуги аорты и уздечку. Сердце изолировать из организма и поместить на часовое стекло в раствор Рингера. Приготовить нервно-мышечный препарат задней лапки лягушки. Нерв стеклянным крючком набросить на сокращающееся сердце и наблюдать сокращение мышц лапки лягушки. Оформить протокол и зарисовать схему опыта. Объяснить возникновение токов действия. Сделать выводы. Дополнительная литература 1. Руководство к практическим занятиям по физиологии / Под ред. Г.И. Косицкого, В.А. Полянцева. М., 1988. С. 82-83. 2. Практикум по нормальной физиологии / Под ред. Н.А. Агаджаняна, А.В. Коробкова. М., 1983. С. 156-158. 3. Ходжкин А. Нервный импульс. М., 1965. 4. Руководство по физиологии. Физиология возбудимых мембран. Л., 1975. Работа 2. Электромиография С помощью векторэлектрокардиоскопа (ВЭКС) можно наблюдать электрическую активность мышц. Электромиография - это регистрация электрической активности мышечной ткани. •Задание. Овладеть методикой электромиографии. Произвести регистрацию электромиограммы икроножной мышцы лягушки. Необходимо для работы: препаровальный набор, игольчатые электроды, физиологический раствор, ВЭКС, лягушка. Методика выполнения работы 1. ВЭКС включить в сеть. Переключатель развертки луча поставить на максимальную скорость 100 мм/ с, а коммутатор отведений - в положение "0". После того как загорится сигнальная лампа на панели управления, при помощи ручек "установка луча" установить развертку луча в центральной части экрана таким образом, чтобы начало развертки было 15 у левого края экрана трубки. Для быстрой установки луча можно пользоваться кнопкой "успокоитель". 2. Установить нужную чувствительность по вертикальному ка- налу. Для этого нажать кнопку мВ, расположенную внизу слева, на лицевой панели. При нажатии кнопки на вход усилителя подается сигнал в 1 мВ. При помощи ручки "усиление" установить по вертикали необходимую чувствительность. Отклонение луча должно быть в пределах 1,5-2 см. Усиление по горизонтальному каналу необходимо выключить, поставить ручку "усиление" по горизонтали в левое крайнее положение. Ручку "развертка" поставить в положение "25", установив таким образом минимальную скорость движения луча. 3. Переключатель отведений перевести в положение "1". 4. Лягушку поместить на препаровальном столике. Укрепить отводящие электроды: красный - на верхней части правого предплечья, желтый - на нижней части правого предплечья, черный - на нижней конечности. 5. Зарисовать в протоколе кривую, которая возникает на экране осциллографа. 6. Отключение прибора: переключатель отведений поставить в положение "0", выключить тумблер "сеть" на задней панели прибора, выключить сетевой шнур из розетки. 7. Оформить протокол. Сделать выводы. Дополнительная литература 1. Гидиков А.А. Теоретические основы электромиографии. Л., 1979. 2. Руководство к практическим занятиям по физиологии / Под ред. Г.И. Косицкого, В.А. Полянцева. М., 1988. Работа 3. Измерение величины потенциала повреждения скелетной мышцы при внеклеточном отведении Как известно, поверхность отпрепарированной мышцы лапки лягушки заряжена "+", внутри мышцы - заряд "-". Эту разность потенциалов называют потенциалом покоя (током покоя). Но так как его обнаружили при повреждении участка мышцы, распространилось и другое название - потенциал повреждения. Таким образом, всякий участок мышцы, поврежденный каким-либо способом, является электроотрицательным по отношению к неповрежденному. Так как этот потенциал постоянен, для его замера лучше применять хлорированные 16 электроды или неполяризующие электроды Дюбуа-Реймона. Обычные металлические электроды довольно быстро уменьшают потенциал действия до нуля. •Задание. Освоить методику измерения потенциала повреж-дения икроножной мышцы лягушки при внеклеточном отведении. Необходимо для работы: лягушка, препаровальный набор, В2-15 ламповый микровольтметр (или аналогичный с большим входным сопротивлением), ключ, соединительные провода, хлорсеребряные отводящие электроды, физиологический раствор, пипетки. Методика выполнения работы Измерение потенциала повреждения обычным микромилливольтметром невозможно, поскольку внутреннее сопротивление прибора мало. Микровольтметр постоянного тока В2-15 предназначен для определения весьма малых постоянных напряжений от 0,5 мкв до 1в. До выполнения работы вход прибора должен быть закорочен, например с помощью рубильника. В одном положении вход закорочен, в другом положении - прибор соединяется с отводящими электродами, например с зажимами типа "крокодил". Подготовка прибора к работе Закоротить вход В2-15. Включить тумблер "сеть". Прогреть прибор в течение 5-10 минут. После этого установить чувствительность прибора, для чего переключатель следует установить в положение "х100". Таким образом отклонение стрелки прибора до конца шкалы соответствует 100 мв. Порядок работы Лягушку декапитировать. Приготовить препарат задней лапки. Можно также использовать мышцу бедра, оставшуюся после приготовления изолированной лапки. Во избежание подсыхания, приводящего к потере физиологических свойств, мышцу необходимо периодически смачивать физраствором. Перед наложением электродов освежить поперечный срез. Один хлорсеребряный электрод наложить на продольную поверхность мышцы бедра, второй - на поперечный срез мышцы. Рубильником соединить вход прибора с отводящими электродами, при этом стрелка вольтметра отклоняется. Если она отклонилась левее начала шкалы, поменять положение тумблера "полярность" на передней панели прибора. Когда стрелка вольтметра перестанет перемещаться, записать показание прибора. После этого поменять положение рубиль17 ника и закоротить вход прибора. Аналогично измерить потенциал повреждения на другой мышце. Выключить прибор. Проанализировать полученные результаты. Сделать выводы. Ответить на вопросы: 1. Какая теория объясняет происхождение потенциала повреждения? В чем ее суть? 2. Что такое потенциал покоя? 3. Какую величину имеют вышеназванные потенциалы скелетной мышцы лягушки? Дополнительная литература 1. Биофизика: Учебник / Под ред. Ю.А. Владимирова. М., 1983. 2. Экспериментальная физиология: Пер. с англ. М., 1974. 3. Руководство к практическим занятиям по физиологии животных и человека: Учеб. пособие. М., 1975. 4. Кагава Я. Биомембраны: Пер. с яп. М., 1985. ФИЗИОЛОГИЯ НЕРВНОЙ СИСТЕМЫ Работа 4. Основные закономерности работы нервных центров 1. Принцип общего конечного пути Различные типы рефлекторных реакций часто осуществляются через одни и те же двигательные нейроны спинного мозга. Двигательные нейроны Ч. Шеррингтон определил как общий конечный путь для двигательных реакций. Так, одни и те же мотонейроны спинного мозга могут принимать участие в организации защитных рефлексов, рефлексов поддержания позы, локомоции и т.п. •Задание. Доказательством существования общего конечного пути может служить опыт, в котором показывается, что сокра-щение полусухожильной мышцы можно вызвать, раздражая раз-личные эфферентные нервы: большой и малый берцовые нервы. Необходимо для работы: препаровальный набор, лягушка, раствор Рингера, установка для регистрации сокращения мышцы, электронный стиму18 лятор и две пары раздражающих электродов с двухпо-люсным переключателем. Методика выполнения работы У лягушки перерезать спинной мозг (приготовить спинальный препарат). Приколоть ее булавками спинкой вниз. В верхней трети бедра сделать круговой разрез кожи, после чего кожу с бедра снять. Затем перерезать ахиллово сухожилие и икроножную мышцу отвести в сторону. Под мышцей обнаруживаются два нерва. Один из них, лежащий на внутренней поверхности икроножной мышцы, - большеберцовый, второй, лежащий на кости голени, - малоберцовый. Под каждый нерв подвести нитку, нерв перевязать как можно дистальнее и перерезать. На лигатуре остается центральный конец нерва. На внутренней поверхности коленного сустава найти сухожилие полусухожильной мышцы, которое имеет характерный вид клювика (светлого). Под сухожилие подвести нитку, перевязать сухожилие и перерезать. Перенести лягушку на дощечку прибора для регистрации сокращения мышцы и соединить сухожилие мышцы с приспособлением для регистрации ее сокращения. Подвести электроды под нервы: один электрод под большой, другой - под малый берцовый нерв. Провести графическую регистрацию сокращения мышцы. Затем поставить переключатель так, чтобы стимулятор был соединен с большим берцовым нервом, включить стимулятор. Раздражая нерв короткими залпами ритмических ударов и постепенно увеличивая силу раздражения, получить рефлекторное сокращение полусухожильной мышцы. Перевести переключатель так, чтобы стимулятор был соединен с малым берцовым нервом и повторить раздражение. Сделать выводы. 2. Суммация раздражений а) последовательная суммация В опыте использовать препарат и установку предыдущей работы. На один из чувствительных нервов (большой берцовый нерв) нанести одиночные стимулы от электронного стимулятора. Рефлекторная реакция отсутствует. Не изменяя силы раздражения, включить ритмическую стимуляцию с частотой 30-40 Гц. Появляется рефлекторная реакция. Сделать выводы. 19 б) пространственная суммация Спинальный препарат лягушки подвесить в штатив. На кожу одной из задних лапок наклеить кусочек фильтровальной бумаги, смоченной слабым раствором кислоты (0,1 %). Следить, чтобы кислота не растекалась по коже. Обычно при таком раздражении рефлекс не возникает. Убедившись в этом, наклеить рядом с первым второй такой же кусочек бумажки. При дальнейшем увеличении площади раздражения возникает ответная рефлекторная реакция. Это и есть пространственная суммация. Сделать выводы. 3. Последействие раздражений Нервные центры обладают способностью сохранять следы от предыдущих раздражений. В этом можно убедиться в опыте. Необходимо для работы: штатив с пробкой, препаровальный набор, лягушка. Методика выполнения работы Приготовить спинальный препарат, подвесить в штатив. После исчезновения шока произвести сильный щипок пальцев задней лапки. Наблюдается рефлекторная реакция. Если раздражение было достаточно сильным, можно наблюдать последействие как в форме фазных, так и в форме тонических реакций. Сделать выводы. 4. Иррадиация возбуждения в спинном мозгу Для опыта можно использовать препарат, оставшийся от предыдущей работы. Если щипком раздражать пальцы задней лапки, наблюдается сгибательный рефлекс. Увеличить силу раздражения. По мере увеличения силы раздражения в ответную реакцию включаются новые группы мышц. При достаточно сильном раздражении в реакцию могут быть вовлечены мышцы противоположной задней лапки и даже мускулатура передних лапок. Сделать выводы. 5. Одностороннее проведение возбуждения в рефлекторной дуге Необходимо для работы: установка для исследования потенциалов действия, препаровальный набор, лягушка, вата, раствор Рингера. 20 Методика выполнения работы У спинального препарата, укрепленного на препаровальной доске спиной кверху, широким разрезом посередине обнажить мышцы спины. Осторожно отделить их от позвоночника. Удалить на протяжении 1-1,5 см верхнюю костную стенку спинномозгового канала. Подвести под задние корешки отводящие электроды и подключить их ко входу усилителя. Передние корешки поместить на стимулирующие электроды и подключить их к выходу стимулятора. Раздражать одиночными стимулами передние корешки и убедиться, что при этом потенциалы действия не возникают. Поменять расположение электродов. Теперь раздражение нанести на задние корешки и наблюдать, как на каждый удар в передних корешках возникают высокоамплитудные биоэлектриче-ские потенциалы. Включение установки производить вместе с преподавателем! Сделать выводы из полученных результатов. Дополнительная литература 1. Общая физиология нервной системы. Л., 1979. 2. Костюк П.Г. Физиология центральной нервной системы. Киев, 1977. 3. Котляр Б.И., Шульговский В.В. Физиология центральной нервной системы. М., 1979. Работа 5. Локализация утомления в рефлекторной дуге Теоретически утомление может возникать в любой части рефлекторной дуги. Доказана наибольшая вероятность его возникновения в структурах, обладающих наименьшей лабильностью. •Задание. В опыте на лягушке с раздражением большеберцового и малоберцового нервов убедиться в возникновении утомления в синапсах. Необходимо для работы: лягушка, препаровальный набор, раствор Рингера, установка для регистрации сокращений мышц, электростимулятор, две пары раздра-жающих электродов с двухполюсным переключателем. Методика выполнения работы У лягушки перерезать спинной мозг (приготовить спинальный препарат). Приколоть ее булавками спинкой вниз. В верхней трети бедра 21 сделать круговой разрез кожи, после чего кожу с бедра снять. Затем перерезать ахиллово сухожилие и икроножную мышцу отвести в сторону. Под мышцей обнаруживается два нерва. Один из них, лежащий на внутренней стороне поверхности икроножной мышцы, большеберцовый, второй, лежащий на кости голени, - малоберцовый. Под каждый нерв подвести нитку, нерв перевязать как можно дистальнее и перерезать. На лигатуре останется центральный конец нерва. На внутренней поверхности коленного сустава найти сухожилие полусухожильной мышцы, которое имеет характерный вид светлого клювика. Под сухожилие подвести нитку, перевязать его и перерезать. Перенести лягушку на дощечку прибора для регистрации сокращений мышцы и соединить сухожилие мышцы с приспособлением для регистрации ее сокращений. Подвести электроды под нервы: один электрод под большой, другой - под малый берцовые нервы. Провести графическую регистрацию сокращения мышцы. Затем переключатель поставить так, чтобы стимулятор был соединен с большим берцовым нервом, включить стимулятор и раздражать нерв короткими залпами электрического тока с частотой 30 Гц. Величина регистрируемых тетанусов постепенно уменьшается. Раздражение продолжать до полного прекращения сокращений мышцы. Добившись этого, перевести переключатель и начать раздражать малоберцовый нерв. Наблюдать, что сокращения возникают вновь. Сделать вывод. Дополнительная литература 1. Общая физиология нервной системы. Л., 1979. 2. Руководство к лабораторным работам по физиологии ЦНС. Ярославль, 1971. Работа 6. Торможение в центральной нервной системе Торможение представляет собой активный процесс в нервной системе, вызываемый возбуждением и проявляющийся внешне в подавлении другого возбуждения. Торможение имеет большое значение в координации работы центральной нервной системы. •Задание. Убедиться в наличии рефлекторного торможения в ЦНС при помощи классических опытов Сеченова, Герцена, Данилевского. 22 Необходимо для работы: лягушки, штатив с пробкой, препаровальный набор, набор кислот, раствор Рингера, вата, глазная пипетка, кристаллы NaCL, нитки, корд. Методика выполнения работы 1. Опыт Сеченова Лягушку завернуть в салфетку так, чтобы голова оставалась открытой. Затем ножницами сделать небольшой поперечный разрез кожи тотчас позади ноздрей. От краев этого разреза провести два длинных косых разреза до заднего края черепа. Кожный лоскут отбросить кзади и отрезать. Под ним открывается просвечивающий через кости черепа головной мозг лягушки. Маленькими ножницами срезать верхнюю часть черепной коробки. Для этого необходимо сделать небольшой поперечный разрез кости по краю переднего разреза кожи, а затем осторожно, чтобы не повредить мозг, прижимая браншу ножниц к крышке черепа, срезать ее с двух сторон и обнажить головной мозг. Просушив поверхность мозга ваткой и внимательно рассмотрев его, сделать скальпелем попереч-ный разрез мозга тотчас под нижними полюсами больших полушарий. Удалить из полости черепа части мозга, лежащие кпереди от разреза. Подвесить лягушку в штатив за нижнюю челюсть. Оставить препарат в покое до прекращения кровотечения, после чего сгустки, наполняющие черепную полость, тщательно удалить, поверхность мозга осторожно подсушить ватным тампоном и приступить к опыту. Такой препарат лягушки называется среднемозговым, поскольку двухолмие лягушки, или зрительные чертоги, гомологично четверохолмию среднего мозга высших животных. Определить время рефлекса по Тюрку, пользуясь для раздражения 0,25%-ным раствором серной кислоты. Время рефлекса определяется 23 раза с интервалами 2-3 минуты. Если время рефлекса будет короче 712 секунд, то следует взять более слабую кислоту -0,1%-ный раствор. После каждого определения тщательно обмыть лапки водой. Определив время рефлекса и убедившись, что оно постоянно, очень аккуратно подсушить ватным тампоном поверхность мозга и наложить на разрез мозга кристалл поваренной соли. В течение первой же минуты после наложения соли снова измерить время рефлекса, пользуясь тем же раствором кислоты. Убедившись, что время рефлекса удлинилось или рефлекс полностью отсутствует, снять кристаллы соли и промыть разрез мозга раствором Рингера. Спустя 5-7 минут снова определить время рефлекса. 23 2. Опыт Герцена Демонстрирует развитие торможения спинномозговых рефлексов на спинальном препарате лягушки. Приготовить спинальный препарат лягушки и уложить на препаровальную доску спинкой кверху. Разрезать кожу на задней поверхности бедра. Стеклянными крючками раздвинуть мышцы и выделить седалищный нерв. Подвести под него нитку и перевязать нерв как можно ближе к коленному суставу. Перерезать нерв между лигатурой и коленным суставом. Таким образом, на лигатуре будет центральный отрезок нерва. Подвесить лягушку в штатив. Осторожно вытянуть нерв из раны, нитку от нерва укрепить к стойке штатива. Необходимо следить, чтобы нерв не соприкасался с кожей, иначе он быстро потеряет возбудимость. Лучше срезать кожу на бедре. На здоровой лапке определить время рефлекса по Тюрку, пользуясь 0,25%-ным раствором кислоты. Определение времени рефлекса повторить 2-3 раза с интервалами. После каждого определения тщательно отмыть кислоту, но следить, чтобы вода или кислота не попали на нерв или на мышцы. Нерв необходимо увлажнять раствором Рингера. Затем нанести на нерв кристалл поваренной соли и в течение первой минуты после начала раздражения снова определить время рефлекса. Затем удалить ножницами нерв вместе с кристаллом соли и через пять минут снова определить время рефлекса. Сделать вывод. 3. Опыт Данилевского На спинальном препарате лягушки определить время рефлекса по Тюрку (повторно и с соблюдением интервалов). Затем наложить тугую лигатуру на предплечье. В течение первой минуты после начала раздражения снова определить время рефлекса. Снять лигатуру и через пять минут снова определить время рефлекса по Тюрку. Сделать вывод. Дополнительная литература 1. Общая физиология нервной системы. Л., 1979. 2. Костюк П.Г. Физиология центральной нервной системы. Киев, 1977. 3. Котляр Б.И., Шульговский В.В. Физиология центральной нервной системы. М., 1979. 24 Работа 7. Определение зависимости времени рефлекса от кровоснабжения ЦНС В спинном мозге замыкается огромное количество рефлекторных дуг, с помощью которых регулируются как соматические, так и вегетативные функции организма. К числу более сложноорганизованных относятся рефлекторные ответы, выражающиеся в координированном сгибании или разгибании мышц конечностей. Время сгибательного рефлекса довольно продолжительно, что обусловлено его полисинаптическим характером. Непрерывное снабжение ЦНС кровью - основное условие ее нормальной деятельности. •Задание. У лягушки с перерезанным на уровне 3 - 4-х грудных сегментов спинным мозгом определить время рефлекса по Тюрку. Установить, что прекращение кровоснабжения быстро парализует центральную нервную систему. Необходимо для работы: лягушка, препаровальный набор, острый глазной скальпель, набор для определения времени рефлекса по Тюрку, электростимулятор, электроды. Методика выполнения работы У двух лягушек концом острого скальпеля произвести перерезку спинного мозга на уровне 3 - 4-х грудных сегментов. Выждать время, необходимое для исчезновения спинального шока, и провести стандартное определение времени рефлекса по Тюрку. Подобрать такую концентрацию кислоты, чтобы время рефлекса составляло 3-5 секунд. У одной (опытной) лягушки вскрыть грудобрюшную стенку в виде небольшого окошечка над сердцем. Под дугу аорты подвести лигатуру и перевязать ее одним узлом, тем самым останавливая кровообращение. Лягушку подвесить в штатив и регулярно через каждые 2-3 минуты определять время рефлексов по Тюрку. То же проделать и со второй (контрольной) лягушкой. После исчезновения рефлексов у опытной лягушки отпрепарировать седалищный нерв и раздражать его электрическим током. Убедиться в сохранности возбудимости нерва и мышц. Снять лигатуру с дуги аорты и наблюдать восстановление рефлекторной деятельности спинного мозга. Данные занести в таблицу. Сделать выводы. Дополнительная литература 1. Акимов Г.А. Нервная система при острых нарушениях кровоснабжения. М., 1971. 2. Общая физиология нервной системы. Л., 1979. 25 3. Костюк П.Г. Физиология центральной нервной системы. Киев, 1977. Работа 8. Влияние курареподобного препарата на организм животного Кураре представляет собой комплекс алкалоидов, способных блокировать передачу нервных импульсов в нервно-мышечных синапсах скелетной мускулатуры. При поступлении в кровь кураре избирательно действует на постсинаптическую мембрану мионевральных синапсов скелетных мышц. •Задание. Используя синтетические курареподобные препараты, установить их влияние на передачу возбуждения в нервно-мышечных синапсах. Показать, что скелетная мышца обладает собственной возбудимостью. Необходимо для работы: 1%-ный раствор квалидила или диплацина, препаровальный набор, шприц с иглой, электростимулятор, лягушка. Методика выполнения работы 1. Лягушку обездвижить разрушением ЦНС и приколоть к пробковой пластинке спинкой вверх. 2. Сделать продольный разрез кожи вдоль бедра на одной конечности, осторожно стеклянными крючками раздвинуть мышцы и найти проходящий в глубине тканей седалищный нерв. 3. Подвести лигатуру под седалищный нерв и туго перевязать все мышцы бедра, оставив неперевязанным только нерв, который осторожно погрузить между мышцами во избежание его подсыхания. 4. В спинной лимфатический мешок лягушки ввести 0,3 мл раствора миорелаксанта. 5. Через 15-20 минут после того, как разовьется отравление, отпрепарировать седалищный нерв на другой конечности. 6. Электростимулятором раздражать седалищный нерв последовательно на обеих конечностях. Наблюдать за сокращениями конечностей. 7. Обнажить икроножные мышцы и раздражать их электродами. Отметить наличие сокращений. 8. Результаты исследований записать в протокол. Сделать выводы. 26 Дополнительная литература 1. Практикум по нормальной физиологии / Под ред. Н.А. Агаджаняна, А.В. Коробкова. М., 1983. С. 156-158. 2. Теория химической передачи нервного импульса: этапы развития / Сост. М.Я. Михельсон. Л., 1981. 3. Машковский М.Д. Лекарственные средства. М., 1986. Работа 9. Субординационные влияния центральной нервной системы на хронаксию нервно-мышечной системы Общепризнано, что метод хронаксиметрии является чувствительным и адекватным показателем функционального состояния ткани, зависящего от воздействия различных отделов центральной нервной системы (ЦНС). •Задание. Овладеть методикой определения реобазы и хронаксии икроножной мышцы лягушки. Методом последовательных перерезок ЦНС убедиться в наличии субординационных влияний ЦНС на хронаксию мышцы. Необходимо для работы: препаровальный набор, лягушка, электростимулятор типа ЭСЛ-2, раздражающие парные хлорсеребряные электроды, два игольчатых хлорсеребряных электрода, установка для хлорирования электродов, ВЭКС (векторэлектрокардиоскоп). Методика выполнения работы Лягушку завернуть в салфетку, позади ноздрей сделать небольшой поперечный разрез кожи, от концов которого произвести два косых разреза до задней границы черепа. Кожный лоскут отбросить назад и отрезать. Вскрыть головной мозг лягушки. Маленькими ватными шариками осторожно осушить поверхность мозга и острым глазным скальпелем сделать поперечный разрез по нижним полюсам больших полушарий, стараясь не повредить средний мозг. Снять кожу с одной лапки, отпрепарировать седалишный нерв и подвести под него лигатуру. 27 Лягушку укрепить на препаровальную дощечку, на которой находятся два гибких держателя игольчатых электродов и держатель парного электрода. Парные раздражающие электроды, подключенные к выходу электростимулятора ЭСЛ-2, подвести под седалищный нерв. Игольчатые электроды вколоть в икроножную мышцу и соединить с желтым и красным проводами ВЭКС-1П. Включить ВЭКС в сеть. Прогреть 10-15 минут. Переключатель "отведения ЭКГ" поставить в положение "1". На экране осциллоскопа должна регистрироваться фоновая электромиограмма. Электростимулятором определяют пороговый ток раздражения икроножной мышцы. Показателем порогового раздражения служит появление осцилляций на экране ВЭКС. Затем с помощью переключателя "длительность" подбирают пороговое значение тока при минимальной длительности импульса. Таким образом определяются два параметра - полезное время и реобаза (в вольтах). Увеличить реобазу в 2 раза и вновь подобрать минимальную продолжительность действия тока для вызова сокращения мышцы. Это хронаксия. Разрушить средний мозг лягушки и вновь определить хронаксию. Тоже проделать после разрушения спинного мозга и перерезки центрального участка седалищного нерва. Сравнить полученные данные. Сделать выводы. Дополнительная литература 1. Большой практикум по физиологии человека и животных / Под ред. Л.Л. Васильева и И.А. Ветюкова. М., 1961. С. 65-66. 2. Общая физиология нервной системы. Л., 1979. 3. Костюк П.Г. Физиология центральной нервной системы. Киев, 1977. 28 ФИЗИОЛОГИЯ ДВИГАТЕЛЬНОГО АППАРАТА Работа 10. Сила и работа мышц Сократительную способность изолированной мышцы оценивают совершенной ею работой. При анализе экспериментальных данных необходимо учитывать особенности сокращений мышцы в связи с отсутствием кровотока. Это обусловлено ограниченными запасами энергии и кислорода, связанного с миоглобином мышцы (диффузия кислорода из воздуха незначительна), а также отсутствием ресинтеза ферментов аэробного и анаэробного гликолиза. Кроме того, затруднено удаление углекислого газа и недоокисленных продуктов обмена. При динамической деятельности мышцы выполняют внешнюю работу, которая характеризуется силой, умноженной на путь перенесения груза. •Задание. На изолированном нервно-мышечном препарате лапки лягушки определить силу икроножной мышцы. Рассчитать работу при поднятии различных грузов. Необходимо для работы: лягушка, набор препаровальных инструментов, препаровальная доска, штатив для закрепления нервно-мышечного препарата лапки лягушки, электростимулятор с раздражающими электродами, линейка, набор грузов, физиологический раствор, чашка Петри, нитки, калькулятор. Методика выполнения работы Обездвижив лягушку и закрепив ее на препаровальной доске, получить два нервно-мышечных препарата задней лапки лягушки. (Поскольку кожная слизь отрицательно влияет на сохранение нервномышечного препарата, инструменты препаровального набора следует тщательно промыть проточной водой после снятия кожных покровов.) Препараты состоят из икроножной мышцы с сухожилием, коленным суставом и бедренным нервом, заканчивающимся фрагментом спинного мозга и позвоночника. Один препарат смочить физиологическим раствором и поместить в чашку Петри для повтора эксперимента, другой укрепить в штативе, подцепив верхним крючком за коленный сустав, а 29 нижним - за сухожилие икроножной мышцы. Крючки раздвинуть до умеренного натяжения мышцы. Бедренный нерв должен свисать свободно, причем дистальный конец - лежать на раздражающих электродах, а фрагмент позвоночника и спинного мозга -на держателе электродов. Нервно-мышечный препарат периодически увлажнять физраствором в процессе всего эксперимента. Подготовка стимулятора к работе. 1. Включить тумблер "сеть", при этом загорается сигнальная лампочка. 2. Установить режим раздражения - одиночные импульсы от выносной кнопки. 3. Подсоединить раздражающие электроды к прибору. 4. Найти порог раздражения, постепенно увеличивая силу раздражения от нуля. Подвешивая на нижний подвижный крючок штатива различной величины грузы, найти наибольший вес, который может поднять икроножная мышца лапки лягушки. Сила мышцы равна этому весу в граммах (г). После этого на нижнем крючке оставить половину этого веса. Рядом закрепить линейку таким образом, чтобы ее нулевое деление совпадало визуально с окончанием нижнего крючка. Это позволит замерить путь перемещаемого груза. Нанося раздражение от стимулятора, каждый раз замерять путь. Раздражения повторять до тех пор, пока мышца не перестанет перемещать груз. Умножив вес груза в граммах на суммарный путь (см) (для чего следует сложить расстояния каждого отдельного перемещения), получают работу, выполненную икроножной мышцей в несистемной единице (г х см). Аналогичным образом найти силу второй икроножной мышцы лягушки. Затем найти работу, выполняемую с весом, равным одной трети максимальной силы. И сила и работа обеих мышц при быстром проведении эксперимента не должны существенно отличаться, так как обе икроножные мышцы у лягушки одинаковы. Сделать выводы о силе и работе мышц. Ответить на вопросы: 1. Что такое сила мышцы? 2. От чего она зависит? 3. Что такое работа, выполненная мышцей? 4. От чего она зависит? 5. Что такое мышечное утомление? 6. Какие факторы его определяют? 30 Дополнительная литература 1. Жуков Е.К. Очерки о нервно-мышечной физиологии. Л., 1969. Работа 11. Измерение силы мышц кисти руки Одним из показателей физического развития организма служит сила мышц. •Задание. Определить максимальную относительную силу и силовую выносливость мышц кисти руки человека. Необходимо для работы: кистевой динамометр. Методика выполнения работы 1. Определение силы мышц кисти руки. Взять кистевой динамометр, отвести руку от туловища до получения с ним прямого угла. Вторую руку опустить вдоль туловища. Сжать пальцы кисти с максимальной силой. Повторить измерение пять раз с интервалом в несколько минут. Определить силу правой, а затем левой руки. Наибольший показатель является максимальной силой мышц кисти. Определить среднюю величину. 2. Определить показатель силы руки по формуле: Сила мышц руки (кг) -------------------------------- х 100 Вес тела (кг) Удовлетворительный показатель силы руки для женщин составляет 50 ед., для мужчин - 55 ед. 3. После 10-минутной физической нагрузки (работа на велоэргометре) повторно определить силу мышц кисти и показатель силы руки. 4. Результаты исследования занести в таблицу: Сила мышц кисти руки, кг Максимальная Средняя Показатель силы До нагрузки правая рука левая рука После нагрузки правая рука левая рука 5. Проанализировать полученные данные. Сделать выводы. Дополнительная литература 1. Гурфинкель В.С., Левик Ю.С. Скелетная мышца (структура и функция). М., 1985. 31 Работа 12. Рефлекторный тонус скелетных мышц (опыт бронджиста) Главными стволами пояснично-крестцового сплетения являются нерв голени и седалищный нерв, иннервирующие мышцы нижних конечностей. Для выяснения роли различных отделов нервной системы используют метод перерезок, приводящий к изменению тонуса скелетных мышц. •Задание. Описать положение лапок лягушки до и после односторонней денервации. Объяснить причину тонического сокращения мышц. Необходимо для работы: препаровальный набор, штатив, банка с водой. Объект исследования - лягушка. Методика выполнения работы Лягушке отрезать верхнюю челюсть так, чтобы сохранить неповрежденным продолговатый мозг. Сбоку от таза сделать небольшой (примерно 1 см) разрез кожи и мышц. Через разрез найти поясничное сплетение. Подвести под него нитку. Подвесить лягушку за нижнюю челюсть. Отметить симметрию в положении задних конечностей лягушки, равенство углов, образуемых бедром и голенью, а также голенью и стопой, на обеих конечностях и одинаковый уровень расположения по горизонтали. Перевязать или перерезать поясничное сплетение на одной половине туловища. Через несколько минут после перерезки сравнить длину обеих лапок, обратить внимание на увеличение углов между частями конечности на отпрепарированной стороне. Описать и зарисовать положение лапок лягушки до и после односторонней денервации. Объяснить причину тонического сокращения мышц лапки на отпрепарированной стороне туловища (учесть значение рефлекса растяжения). Сделать выводы. Дополнительная литература 1. Квасов Д.Г. и др. Руководство к практическим занятиям по физиологии. М., 1977. С. 72-73. 2. Гурфинкель В.С., Левик Ю.С. Скелетная мышца (структура и функция). М., 1985. 32 Работа 13. Утомление нервно-мышечного препарата при прямом и непрямом раздражении мышц В нервно-мышечном препарате имеется промежуточное звено двигательная пластинка, имеющая относительно низкую лабильность. Возникающее периферическое торможение предохраняет мышцу от истощения. 33 Утомление мышцы характеризуется увеличением длительности ее сокращения, уменьшением амплитуды сокращения и появлением контрактуры, т.е. неполного расслабления мышцы после каждого сокращения. Вследствие этого кривая сокращения мышцы по мере развития ее утомления будет постепенно отходить от исходного уровня записи. При полном утомлении мышца перестает сокращаться. •Задание. Изучить развитие утомления нервно-мышечного препарата при прямом и непрямом раздражении мышцы. Необходимо для работы: самописец, фотоэлектрический преобразователь с блоком питания, мио-граф, электростимулятор с раздражающими электродами, ключ-переключатель, препаровальный набор, нервномышечный препарат лягушки, раствор Рингера для холоднокровных. Методика выполнения работы Собрать установку как показано на рис. 1. Установить электростимулятор на внутренний режим работы, поставить переключатели в положения: частота импульсов - 1 Гц, длительность - 1 мс, амплитуда (напряжение) - 3 V. Приготовить нервно-мышечный препарат и укрепить его в миографе: сумку коленного сустава зацепить за верхний крючок, ахиллово сухожилие за нижний, соединенный с рычажком фотопреобразователя крючок миографа. Седалищный нерв разместить на вилочковых электродах. Немного растянуть мышцу. В процессе выполнения работы периодически смачивать мышцу и нерв раствором Рингера. Включить систему и с помощью ключа подавать раздражение сначала на нерв (непрямое) до полного утомления мышцы, затем непосредственно на мышцу. Проанализировать полученные результаты. Отметить, как по мере развития утомления изменяются длительность и амплитуда сокращения мышцы. Обратить внимание на появление контрактуры. Сделать выводы. 34 Рис. 1. Схема экспериментальной установки для изучения утомления нервно-мышечного препарата: 1 - стимулятор, 2 - электроды, 3 - нерв, 4 - ключ, 5 - мышца, 6 - фотопреобразователь, 7 - блок питания, 8 - самописец. 35 Дополнительная литература 1. Коган А.Б., Щитов С.И. Практикум по сравнительной физиологии. М., 1954. 2. Гуминский А.А. и др. Руководство к лабораторным занятиям по общей и возрастной физиологии: Учеб. пособие. М., 1990. С. 192. 3. Розенблат В.В. Проблема утомления. М., 1975. 4. Ухтомский А.А. Физиология двигательного аппарата // Ухтомский А.А. Собр. соч. Л., 1954. Т. 3. Работа 14. Развитие утомления у человека при локальной динамической работе. Эргография Физиологи труда, спорта при своей научной работе обязательно сталкиваются с проблемой утомления. Их интересуют причины и механизмы его развития, диагностика утомления и оценка работоспособности, поиск путей борьбы с утомлением и оптимизации работоспособности. Проблема утомления далека от разрешения. До настоящего времени нет даже общепринятого определения этого состояния. Большинство исследователей рассматривают утомление как адаптацию организма человека, акцентируют не только его защитную, но и стимулирующую роль по отношению к центральной нервной системе. Утомлением называют состояние, которое характеризуется временным снижением работоспособности. Субъективное чувство утомления называют усталостью. При работе одной мышцы или группы мышц, т.е. при локальной нагрузке, также развивается утомление. Для графической регистрации выполняемой в этом случае работы применяют эргограф. Известны кистевые, плечевые, ножные эргографы. Прибор, позволяющий записывать траекторию движений пальца руки при работе, называют пальцевым эргографом. При этом за счет фиксации неработающей части кисти и остальных пальцев исключают взаимное влияние мышечных групп. Это облегчает запись движений пальца в лабораторных условиях. Для удобства экспериментаторов испытуемый совершает ритмичные движения пальцем в такт метронома. На ленте самописца фиксируют не только рабочие движения, но и удары метронома. Считают, что утомление есть, если испытуемый перестал воспроизводить заданный ритм или снизил амплитуду движений. При записи движений испытуемый производит работу, связанную с подъемом груза через систему блоков, или растягивает пружину. Необ36 ходимо увеличивать нагрузку для сильных мышц и снижать ее для слабых (вес поднимаемых грузов рекомендован от 0,5 до 5 кг). В записи мышечной динамической работы можно выделить три периода: а) период врабатываемости, или "лестницы", когда происходит постепенное увеличение амплитуды рабочих движений с сохранением ритма движений, задаваемых метрономом; б) период оптимальной работоспособности, когда амплитуда сокращений достаточно высока, имеет незначительные колебания, заданный ритм движений сохранен; в) период утомления, сопровождающийся падением амплитуды мышечных сокращений, ритм сокращений не выдерживается, ощущается усталость. Продолжительность периодов бывает разной и зависит от ряда факторов. Период врабатываемости может быть коротким или отсутствовать при легкой нагрузке у лиц с неустойчивыми нервными процессами. При увеличении нагрузки период оптимальной работоспособности становится короче, но удлиняются периоды врабатываемости и утомления. Очень редкий темп движений (менее 30 раз в минуту) вызывает утомление быстрее, чем частый или произвольный темп. Кроме этого, у каждого испытуемого есть индивидуальные особенности, видимые на эргограмме. Восстановление работоспособности происходит при перерывах в работе, при уменьшении интенсивности работы (снижение амплитуды или ритма) или при переходе на другую работу. •Задание. Освоить методику пальцевой эргографии. Записать и проанализировать развитие утомления при различных ритмах работы для указательного пальца правой руки, сравнить работоспособность его и указательного пальца левой руки, сравнить влияние активного и пассивного отдыха на восстановление работоспособности пальцев кистей в течение рабочего дня и рабочей недели. Необходимо для работы: пальцевой эргограф, эластичный бинт, аккумулятор, соединительные провода, двухканальный самописец, электронный метроном, калькулятор, измерительная линейка. 37 Методика выполнения работы Подготовка прибора к работе: 1) подключить источник питания к переменному резистору, закрепленному на оси блока эргографа и установить ползунок в среднее положение; 2) проверить в самописце запас диаграммной ленты и поступление чернил, включить прибор; 3) при включении блока питания эргографа установить перо самописца посередине бумажной ленты ручкой "установка нуля". Установить необходимое усиление сигнала: при движении ползунка резистора перо самописца совершает максимальные колебания, но не соскальзывает за край ленты; 4) поставить скорость записи 2,5 мм/ сек. Порядок работы Испытуемому необходимо сесть за стол лицом к эргографу. Работу следует выполнять только мышцами, двигающими палец. Руку положить в ложе эргографа и охватить кистью и пальцами вертикальную стойку. На работающий палец надеть ременную петлю, соединенную шнуром через блоки с пружиной или с площадкой для подъема груза. Для более полной фиксации предплечье испытуемого пристегнуть ремнем к основанию эргографа. При каждом движении палец максимально сгибать и полностью разгибать. При снижении амплитуды движений экспериментатор должен напомнить о необходимости ее увеличения. Сам испытуемый видеть эргограмму не должен, чтобы исключить его влияние по принципу обратной связи на запись. Работать следует до полного утомления даже при снижении амплитуды и сбоя в ритме, который задается метрономом. Сообщения испытуемого о своих ощущениях записать на ленте самописца (например, появилась мышечная боль или слабые судороги и т.д.). Время работы и отдыха необходимо контролировать по секундомеру. Минимальный отдых после очередной записи 10 минут. Необходимо записать: 1) эргограмму указательного пальца правой руки до полного утомления при ритме 90 движений в минуту; 2) через 10 минут отдыха запись повторить; 3) записать эргограмму указательного пальца левой руки; 4) через 10 минут повторить запись указательного пальца правой руки. 38 Выключение прибора сводится к выключению самописца и выключению блока питания. Анализ эргограммы По характерным признакам выделить три периода работоспособности пальца, зная скорость движения ленты в самописце, найти их продолжительность для каждого варианта записи и занести данные в таблицу: Особенности эргограммы и ее номер Период врабатываемости Период оптимальной работоспособности Период утомления 1. Указат. палец правой руки 2. Указат. палец правой руки 3. Указат. палец левой руки 4. Указат. палец правой руки Одну таблицу сделать, используя в качестве критерия изменение амплитуды движений, другую - используя в качестве критерия удержание ритма движений. Для выполнения последнего задания нужна графическая запись ритма, задаваемого метрономом, на ленте самописца. Сделать выводы: 1) по более продолжительной работоспособности указательного пальца, "правша" или "левша" испытуемый; 2) сравнивая вторую и четвертую запись, отметить преимущество активного или пассивного отдыха. Ответить на вопросы: 1. Что такое мышечное утомление? Назовите основные теории, объясняющие его происхождение. 2. Какие биохимические изменения происходят в работающей мышце? 3. Можно ли через центральную нервную систему повлиять на работоспособность отдельной мышцы? 4. Что такое активный отдых? Назовите его преимущества перед пассивным. 39 Дополнительная литература 1. Руководство по физиологии труда / Под ред. З.М. Золиной, Н.Ф. Измерова. М., 1983. Гл. 3, 6, 11, 12. 2. Розенблат В.В. Проблема утомления. М., 1975. 3. Практикум по физиологии труда / Под ред. А.С. Батуева. Л., 1986. Гл. 2. 4. Практикум по нормальной физиологии / Под ред. Н.А. Агаджаняна, А.В. Коробкова. М., 1983. С. 175-177. 5. Гуминский А.А. и др. Руководство к лабораторным занятиям по общей и возрастной физиологии. М., 1990. С. 77-79. 6. Шеррер Ж. Физиология труда (эргономия). М., 1973. Гл. 1. Работа 15. Влияние витамина В1 на работу мышц Витамин В1 не вырабатывается в животном организме. При недостатке его в пище наступает авитаминоз, в основе которого лежит нарушение процесса освобождения организма от пировиноградной кислоты. Это ведет ко вторичным, очень сложным расстройствам. •Задание. Изучить влияние витамина В1 на деятельность скелетных мышц лягушки. Необходимо для работы: самописец Н-338, миограф с фотопреобразователем, электронный стимулятор, препаровальный набор, раствор Рингера, витамин В1 (тиамин). Объект исследования икроножная мышца лягушки. Методика выполнения работы Лягушку обездвижить тщательным разрушением ЦНС. Для разрушения мозга с декапитацией лягушке ввести в рот браншу ножниц и отсечь нижнюю челюсть с черепной коробкой на уровне атлантоокципитального отверстия. Затем в спинномозговой канал ввести зонд и вращательными движениями тщательно разрушить спинной мозг. Далее, лягушку взять в левую руку за задние лапы и перерезать ее поперек на 1 см выше угла, образованного сочленением тазовых костей с позвоночником. Позвоночник захватить пальцами левой руки, правой рукой с помощью пинцета с лягушки снять кожу. Для получения изолированной икроножной мышцы подсечь ахиллово сухожилие, выделить мышцу и перерезать кости голени ниже коленного сустава и бедра - над коленным суставом. 40 Необходимо установить электронный стимулятор в следующем режиме: - переключатель "род работ" в положение "внутр."; - резистор "частота" установить на 1 имп./ сек.; - длительность стимула - 0,5 - 1,0 мс; - амплитуда стимула на "0". Проверить работу системы. Нервно-мышечные препараты укрепить в миографах. Одну мышцу закутать в вату, обильно смоченную раствором Рингера. Для другой мышцы взять раствор Рингера с добавлением 0,1 мг/ л препарата В1. Записать тетанические сокращения обеих мышц до их полного утомления. Сравнить силу (в мм высоты записи) и продолжительности (в сек) обоих тетанусов. Сделать выводы. Дополнительная литература. 1. Коган А.Б., Щитов С.И. Практикум по сравнительной физиологии. М., 1954. С. 8081. 2. Сравнительная физиология животных / Под ред. Л. Проссера. М., 1977. Т. 1. 3. Физиология человека: В 4 т. / Под ред. Р. Шмидта, Г. Тевса. М., 1986. Т. 4. ФИЗИОЛОГИЯ СЕНСОРНЫХ СИСТЕМ Работа 16. Определение кривой световой чувствительности во время часового пребывания в темноте При воздействии света на элементы сетчатки глаза происходит разложение зрительного пигмента. Световая чувствительность сетчаток резко падает с последующим постепенным восстановлением. •Задание. Изучить динамику восстановления световой чувствительности. Необходимо для работы: затемненное помещение, прибор адаптометр АДМ, секундомер. 41 Методика выполнения работы Исследование заключается в следующем: испытуемый в течение 10 минут смотрит внутрь освещенного шара - происходит световая адаптация сетчаток глаз. Затем через каждые 5 минут предъявляется испытательный объект и подбирается пороговая его яркость. По полученным данным строится кривая и сравнивается с зоной нормальной световой чувствительности. Устройство прибора адаптометра Прибор состоит из трех основных частей. 1. Шар для предварительной световой адаптации. Испытуемый через окно резиновой полумаски ((22), рис. 1) смотрит внутрь окрашенного специальной краской шара. Внутренняя поверхность шара с помощью выключателя (3) и лампы (61) может равномерно освещаться. На пути светового потока лампы ручкой (4) могут быть включены от одного до четырех смешанных фильтров-затемнителей, которые уменьшают яркость освещения шара в четное число раз. Полная яркость освещения шара 795 нит.; с фильтрами соответственно 397,5, 198,73, 99,375, 19,875 нит. Рис. 2. Общий вид адаптометра со снятой ширмой 42 Степень световой адаптации определяется двумя переменными: временем адаптации и яркостью освещения шара. В шаре имеются дополнительные отверстия: для лампы осветителя, для красной фиксационной точки, для наблюдения за глазами испытуемого. Центральное отверстие, которое может закрываться заслонкой (76), предназначено для подсветки испытательных объектов. 2. Адаптометр. Эта часть прибора предназначена для формирования испытательных объектов регулированием и измерением их яркости. Источником света является электрическая лампочка. Лучи света от лампы попадают на измерительную диафрагму, и далее световой поток попадает на стеклянный диск, на темном фоне которого нанесены объекты: три прозрачные фигуры (круг, квадрат, крест) и три различные таблицы для проверки остроты зрения. С помощью барабана (70) выбранный испытательный объект может предъявляться испытуемому через центральное отверстие шара. Яркость объектов зависит от степени открытия измерительной диафрагмы, которая меняется при вращении барабана (6). На барабане нанесена логарифмическая шкала оптических плотностей D. При D=0 светопропускание 100%, при D=1 - 10%, при D=1,4 - 4%, т.е. ослабление светового потока в 25 раз. Если степень понижения яркости объекта при помощи измерительной диафрагмы окажется недостаточной (например, при подборе пороговой яркости), на пути светового потока от лампочки до объекта могут последовательно включаться 4 дополнительных нейтральных светофильтра. Каждый светофильтр имеет свою оптическую плотность и соответственно ослабляет световой поток. Включение фильтров производят барабаном (73). Кроме них, в оптическую схему может быть включен еще один фильтр-затемнитель (75), имеющий оптическую плотность 2, светопропускание 1%, т.е. ослабление в 100 раз. Фиксационная точка красного цвета расположена в шаре несколько выше испытательного объекта. Яркость ее может меняться. Лучи света от лампы ослепителя с помощью оптической системы проецируются двумя яркими кругами так, что при включении слепящего устройства в оба глаза испытуемого попадают яркие пучки света. 3. Электропульт прибора. Включает в себя питающее прибор устройство и все необходимые органы управления: включатель прибора (1), переключатель "шар-измерение" (2), включатель ослепителя (3), включатель подсветки и др. Предварительно испытуемому дается следующая инструкция: "Садитесь на стул, приложите лицо к резиновой полумаске и смотрите внутрь шара. Перед началом основного исследования шар в тече43 ние 10 минут будет освещен. Закрывать глаза в это время нельзя. Через 10 минут свет выключится и Вы увидите красную фиксационную точку и будете смотреть все время на нее. Как только Вы в темноте заметите появление более светлого пятна, скажите мне. Переводить взгляд с красной точки на это пятно нельзя. Пятно вскоре исчезнет и снова появится. О втором появлении пятна Вы тоже скажите. После этого можно отнять лицо от полумаски и отдыхать. Через 4-5 минут исследование повторится в том же порядке и Вы должны будете продолжать смотреть на красную точку. Освещение шара более включаться не будет. Мы будем находиться в темноте 60 минут”. Подготовка исследования 1. Прибор включить в сеть тумблером на пульте (1). Переключатель “шар-измерение” (2) поставить в положение "измерение". Тумблер "ослепление" (3) перевести в положение "выкл.". 2. В оптическую схему включить дополнительный фильтр 1/ 100. Для этого рукоятку (75) переместить в положение "вкл.". 3. Поворотом барабана (6) измерительную диафрагму закрыть до деления 1,4 по шкале барабана. 4. Основные фильтры вывести из оптической схемы бараба-ном (73). В квадратном окошке индекса должна стоять цифра "0". 5. Яркость освещения шара установить на уровне 397,5. Для этого рукоятку (4) установить на индекс 1/ 2. 6. Поворотом барабана (70) перед отверстием шара установить испытательный объект - круг. 7. Рукояткой (76) закрыть заслонку объектов. Для этого следует нажать на нее и, преодолевая сопротивление пружины, повернуть в положение "закрыто". Порядок исследования 1. Переключатель "шар-измерение" (2) перевести в положение "шар", тем самым включить лампу подсветки шара для предварительной адаптации. Одновременно включить секундомер. Испытуемый, приложив лицо к маске, должен смотреть на освещенную поверхность шара. 2. На 8-9-й минуте испытуемому напомнить о том, как он должен смотреть в темноте и какие моменты отмечать. 3. По истечении 10 минут переключатель "шар-измерение" (2) перевести в положение "измерение". В этом случае выключается освещение шара и включается лампа адаптометра, подсвечивающая 44 испытательный объект - круг. Открыть окно для наблюдения объекта. Для этого рукоятку заслонки (76) поставить в положение "откр.". 4. Сразу же медленным и плавным движением открыть измерительную диафрагму, поворачивая барабан (6) до тех пор, пока испытуемый не скажет, что видит появление светового пятна - объекта. Снять показания измерительной диафрагмы в левом смотровом окошке (74). На этом этапе может возникнуть необходимость индивидуального подбора фильтров-затемнителей. Если испытательный объект различается при установке по барабану более 1,3, следует поворотом барабана (73) включить первый фильтр-затемнитель (в прямоугольном окошке индекса должна стоять цифра 1,3) и т.д. Напротив, при резком понижении ночного зрения испытательный объект может не различаться и при включении всех фильтров-затемнителей. В этом случае поворотом рукоятки (75) вниз до отказа включить дополнительный фильтр 1/ 100 и при повороте барабана (73) включить первый фильтр-затемнитель. 5. После определения порога чувствительности движение маховичка измерительной диафрагмы прекращается и в левом красном окошке (74) считываются отсчет по шкале и число в прямоугольном окошке индекса. 6. Далее, не включая более освещение шара, через каждые 5 минут в течение часа определять порог световой чувствительности. 7. По окончании исследования прибор выключить и обработать полученные данные. Для этого записанные результаты оптических плотностей фильтров-затемнителей и измерительной диафрагмы суммировать и построить график временной зависимости. Сравнить его с графиком нарастания нормальной световой чувствительности (Рис. 3). Для перевода значений оптической плотности в яркость воспользоваться кривой на рис. 4. Сделать выводы. 45 Рис. 3. Зона нормальной световой чувствительности 46 47 Дополнительная литература 1. Физиология сенсорных систем. Физиология зрения // Руководство по физиологии. Л., 1971. 2. Основы сенсорной физиологии / Под ред. Р. Шмидта. М., 1984. 3. Физиология сенсорных систем / Под ред. А.С. Батуева. М., 1976. Работа 17. Определение поля зрения Пространство, видимое глазами человека при фиксации взгляда в одной точке, называется полем зрения. Определение поля зрения используется для диагностики поражений сетчатки и проводящих путей зрительного анализатора. •Задание. Определить поле зрения для правого и левого глаза. Необходимо для работы: проекционный периметр, разноцветные флажки. Методика выполнения работы Испытуемый должен установить подбородок на подставку и прижать лоб к налобной рамке. С помощью регулировочных винтов добиться расположения исследуемого глаза против метки в центре дуги периметра. Первоначальное расположение дуги периметра - горизонтальное. Работа на периметре с помощью цветных меток Испытуемому следует зафиксировать взгляд на точечной метке в центре дуги. Исследователь должен установить белую метку на край периметрической дуги и затем медленно продвигать ее к центру дуги, предложив испытуемому указать момент, когда он ее заметит. В момент, когда испытуемый говорит, что видит объект, отметить положение его на обратной стороне дуги (отметки сделаны в градусах). Местоположение каждой точки проверить дважды. Далее испытательный объект перевести на другой край дуги и весь цикл исследований повторить. Затем дугу повернуть на 300 и исследование повторить. Аналогичным образом произвести замеры при повороте дуги на 600 и 900. Для поворота дуги необходимо отжать фиксатор (за дугой) и поворачивать барабан прибора до щелчка. Исследование повторить для цветных меток. Данные отложить на специальном бланке и очертить поле зрения. Сделать выводы. 48 Дополнительная литература 1. Основы физиологии человека / Под ред. Б.И. Ткаченко. Спб., 1994. 2. Физиология сенсорных систем. Физиология зрения (Руководство по физиологии). Л., 1971. 3. Основы сенсорной физиологии / Под ред. Р. Шмидта. М., 1984. 4. Физиология сенсорных систем / Под ред. А.С. Батуева. М., 1976. Работа 18. Исследование вкусовой чувствительности Вкусовые рецепторы языка воспринимают горькое, сладкое, кислое и соленое. Различные участки языка обладают неодинаковой способностью воспринимать эти вкусовые раздражения. Кончик языка наиболее чувствителен к сладкому, его края - к кислому, корень и края - к соленому, средняя часть спинки языка обладает очень низкой чувствительностью по отношению ко всем вкусовым раздражениям. •Задание. Определить пороговую концентрацию ряда веществ и чувствительность к ним отдельных участков языка у человека. Необходимо для работы: растворы хинина (0,1%, 0,01%, 0,001%), поваренной соли (0,1%, 0,01%, 0,001%), сахара (1%, 0,1%, 0,01%) и лимонной кислоты (1%, 0,1%, 0,01%). Методика выполнения работы 1. Определение пороговой концентрации. Испытуемому предложить подержать во рту 2-3 мл каждого раствора и определить вкус (начинать с минимальной концентра- ции). Отметить ту концентрацию, при которой испытуемый определяет вкус раствора. При необходимости растворы могут быть разведены в 2-3 раза. Время интервала между отдельными определениями должно быть не менее двух минут, при этом испытуемый хорошо прополаскивает рот дистиллированной водой. 2. Определение чувствительности отдельных участков языка. На разные участки языка испытуемого стеклянной палочкой наносить капельки растворов надпороговой концентрации и предложить определить вкус. Между отдельными определениями необходимо хорошо прополаскивать рот дистиллированной водой. 3. Определение скорости вкусовой адаптации. Испытуемому предложить подержать во рту 2-3 мл каждого вещества в надпороговой концентрации. Отметить время от момента раздражения до исчезновения 49 ощущений вкуса. После каждого определения ополоснуть рот дистиллированной водой. 4. Результаты исследования занести в таблицу: Вещество Пороговая концентрация, % Время адаптации, сек. Хинин Поваренная соль Сахар Лимонная кислота Составить карту вкусовой чувствительности. 5. Сравнить пороги вкусовой рецепции к различным веществам и время адаптации. 6. Сделать выводы. Дополнительная литература 1. Бронштейн А.И. Вкус и обоняние. М.; Л., 1950. Работа 19. Изменение позы тела и локомоции у лягушки после раздражения и разрушения лабиринтов Роль полукружных каналов у лягушки проявляется как при поддержании позы и движений на суше, так и во время плавания в воде. После одностороннего раздражения или разрушения лабиринта нарушается тонус одной половины тела и координации движений как на суше, так и в воде. После двустороннего разрушения полукружных каналов плавательные движения остаются нарушенными. •Задание. Пронаблюдать и охарактеризовать влияние раздражения и последствия разрушения лабиринтов у лягушки. Необходимо для работы: препаровальный набор, центрифуга с приспособлением для фиксации лягушки, стеклянный колпак, аквариум с водой, марлевые салфетки, лягушки - 2 шт. 50 Методика выполнения работы 1. Рассмотреть и описать нормальное положение тела лягушки, характер ее прыжков на суше и плавательных движений в аквариуме с водой. 2. Посадить лягушку в плексиглазовую коробочку, укрепленную на ручной центрифуге. Коробочку с животным разместить горизонтально и привести центрифугу в быстрое вращение в правую сторону. Через три минуты после начала вращения извлечь лягушку из коробочки и поместить под стеклянный колпак. Описать возникающие тонические лабиринтные рефлексы позы: обратить внимание на положение головы, корпуса, тонус мышц конечностей и туловища. Охарактеризовать движения лягушки на суше. Затем поместить ее в аквариум с водой и посмотреть, как она движется во время плавания. Аналогичные наблюдения провести со второй лягушкой, которая вращалась в центрифуге в противоположную, то есть в левую, сторону. 3. Следующий этап работы - наблюдение за лягушкой с разрушенными одним и двумя лабиринтами. Разрушение лабиринта, а именно полукружных каналов, проводят из полости рта. Лягушку, завернутую в марлевую салфетку, взять в левую руку так, чтобы ее спина лежала на ладони. Пинцетом оттянуть нижнюю челюсть и прихватить ее марлей, в которую завернута лягушка. Скальпелем разрезать слизистую оболочку вдоль основной кости. Если раздвинуть края раны, то видно, что от основной кости в поперечном направлении отходят две полуосновные кости. При этом начинает просвечивать белый кружочек величиной с просяное зерно, который и представляет собой полукружный канал. Поставить конец скальпеля в область, где просвечивает белый кружок, и вращательными движениями просверлить полуосновную кость. При этом частично разрушается и лабиринт. Браншей тонкого пинцета разрушить лабиринт полностью. Признаком этого является выделение из ранки белесоватой творожистой массы. После препаровки закрыть лягушке рот и посадить ее под стеклянный колпак, предварительно сняв марлевую салфетку. Через несколько минут после операции проанализировать поведение лягушки: обратить внимание на позу, которую она принимает, тонус мышц конечностей и туловища на сторонах разрушенного и сохраненного лабиринтов. Проследить за движениями лягушки на суше и в аквариуме с водой. Аналогичные наблюдения провести со второй лягушкой, у которой предварительно разрушены оба полукружных канала. Сравнить результаты. Сделать выводы о роли лабиринтов в осуществлении тонических лабиринтных рефлекторных реакций. 51 Дополнительная литература 1. Магнус Р. Установка тела. М.; Л. 1962. 2. Основы физиологии человека / Под ред. Б.И. Ткаченко. Спб., 1994. Работа 20. Определение критической частоты слияния мельканий Регистрация критической частоты слияния мельканий (КЧСМ) довольно распространенный метод, позволяющий оценить не только лабильность зрительного анализатора, его коркового отдела, но и функциональное состояние всей центральной нервной системы (ЦНС). Показатель КЧСМ отражает способность зрительного анализатора, в первую очередь его коркового отдела, усваивать ритм светового раздражения. Зная КЧСМ, динамику его значений, можно судить как о работоспособности зрительного анализатора, так и о работоспособности ЦНС. Принято считать, что чем больше показатель КЧСМ, тем выше работоспособность. Уменьшение показателя свидетельствует о снижении работоспособности, увеличение - о повышении. •Задание: Освоить методику определения критической частоты слияния световых мельканий. Записать динамику КЧСМ в течение рабочего дня и проанализировать ее. Необходимо для работы: портативный генератор импульсов тока с неоновой лампочкой, соединительные провода. Методика выполнения работы Подготовка прибора к работе 1. Установить органы управления в положение: а) тумблер включения - в положение "сеть"; б) переключатель диапазонов - в положение 1; в) плавный регулятор частоты - на 15 Гц; г) длительность - грубо х 0,1, плавно - 10; д) род работы - "свет". Положение других ручек управления значения не имеет. 2. Соединить провода, идущие от неоновой лампочки, с "выходом" прибора. 3. Включить вилку прибора в розетку 220 в. 52 4. Тумблер "сеть" поставить в положение "вкл.", при этом загорается индикаторная лампочка над тумблером. Ход работы Испытуемого следует усадить перед экраном, в центре которого расположена неоновая лампочка. Лучше, если она находится на уровне глаз на расстоянии 25 см и на нее не падает свет. Испытуемый не должен видеть положение ручек управления. Определить КЧСМ можно способами "подъема" или "спуска". В первом случае частота импульсов увеличивается от 15 Гц до частоты, когда появляется ощущение, что лампочка не мигает. Во втором случае частота импульсов понижается с 60 Гц до частоты, при которой появляется ощущение, что лампочка мигает. С целью уточнения задания испытуемому можно показать мигание лампочки при частоте 25 Гц. Часто испытуемые путают мигание лампочки с изменением интенсивности ее свечения. Показатели КЧСМ обычно не выходят за интервал 35 - 45 Гц. Испытуемый должен привыкнуть к прибору, к методике, к экспериментатору. Для этого у него несколько раз определяют показатель КЧСМ одним из способов и записывают данные. Можно говорить о том, что испытуемый подготовлен к исследованию, если разброс в показателях трех последних измерений не превышает 1 - 2 Гц. В протокол записать среднее арифметическое трех замеров. Для определения динамики показателя КЧСМ в течение рабочего дня следует записать в протокол наблюдений замеры до начала занятий, после первой и второй пар, в конце большого перерыва, затем после третьей и четвертой пар. Результаты наблюдений отразить графически и интерпретировать их динамику. Выключение прибора После окончания замеров прибор необходимо выключить, для чего тумблер "сеть" переводят в положение "выкл.". В конце рабочего дня вилку сетевого шнура необходимо вынуть из розетки. Анализ динамики показателей КЧСМ При увеличении значений КЧСМ по сравнению с предыдущим замером можно говорить о повышении лабильности зрительного анализатора, о повышении работоспособности. При уменьшении значений наоборот. Показатели КЧСМ могут повышаться в период врабатываемости и после отдыха. С целью повышения статистической достоверности динамики показателей КЧСМ их следует снимать 3-4 дня подряд в одно и то же время. 53 По результатам работы сделать выводы. Ответить на вопросы: 1. Что такое лабильность вообще и зрительного анализатора в частности? 2. Дать определение работоспособности, утомления. 3. Какие известны теории утомления? 4. Назвать факторы, повышающие лабильность, работоспособность? 5. Изменится ли значение показателя КЧСМ при изменении способа предъявления стимула, при изменении цвета стимула? Дополнительная литература 1. Физиология человека / Под ред. Р. Шмидта и Г. Тевса. М., 1986. Т. 2, гл. 11; Т. 4, гл. 24. 2. Основы физиологии человека / Под ред. Б.И. Ткаченко. Спб., 1994. Т. 2, гл. 16 и 26. 3. Руководство по физиологии труда / Под ред. З.М. Золиной, Н.Ф. Измерова. М., 1983. Гл. 2, 6, 7, 11. 4. Эргономика: Учебник / Под ред. А.А. Крылова, Г.В. Суходольского. Л., 1988. Гл. 3. Работа 21. Функциональная мобильность терморецепторов кожи Метод заключается в определении плотности расположения тепловых и холодовых рецепторов на разных участках тела и исследовании функциональной мобильности терморецепторов. •Задание. Изучить функциональную мобильность терморецепторов в различных участках кожи человека. Необходимо для работы: термоэстезиометр (термощуп), трафарет с окошком площадью 1 см2, лед, горячая вода (540С). Объект исследования - человек. Методика выполнения работы 1. Определить плотность расположения терморецепторов. Для этого на поверхность кожи испытуемого наложить трафарет. Термощупом с интервалом в 1-2 секунды провести последовательные прикосновения к исследуемой поверхности в точках, равномерно расположенных на 54 площади трафарета. Испытуемый отмечает те прикосновения, которые вызывают у него отчетливые температурные ощущения. Определить плотность холодовых терморецепторов. Для этого термоэстезиометр заполнить мелкоколотым льдом. При исследовании плотности расположения тепловых рецепторов термоэстезиометр заполнить горячей водой. Определение плотности расположения терморецепторов провести в различных областях тела (тыльная и ладонная стороны кисти, предплечье, спина и т.д.). 2. Изучение функциональной мобильности терморецепторов кожи. У испытуемого на поверхности предплечья отыскать 5 точек, в которых прикосновение термощупом вызывает ощущение холода. Точки отметить ручкой. С интервалом в 1-2 минуты провести повторные пробы (всего 5 проб). Возникновение ощущения холода отметить знаком "+", отсутствие - знаком "-". 3. Оформить протокол исследования. Зарисовать и сравнить плотность расположения холодовых и тепловых точек. Оценить уровень мобилизации рецепторов. Сделать выводы. Дополнительная литература 1. Минут-Сорохтина О.Т. Физиология терморецепторов. М., 1972. 2. Физиология и биохимия сенсорных систем / Под ред. А.И. Константинова. Л., 1990. Работа 22. Временное выключение вестибулярного аппарата у морской свинки Существует два типа соматических рефлексов - фазные и тонические. Фазные рефлексы обеспечивают перемещение тела и его частей в пространстве. Тонические рефлексы направлены на сохранение позы. Они возникают при изменении ориентации головы по отношению к туловищу, при смещении позы, в случае перемещения тела в вертикальной и горизонтальной плоскостях. •Задание. Изучить последствия временного выключения вестибулярного аппарата у морской свинки. Описать симптомы и отметить время восстановления нормальных рефлексов позы. 55 Необходимо для работы: вращательное устройство, хлороформ, пипетка. Объект исследования - морская свинка. Методика выполнения работы 1. Животное посадить на ровную поверхность, изучить его естественную позу - положение головы, шеи, лапок. Приподнять мордочку свинки, отметить состояние конечностей. Свинку уложить спиной книзу, затем на бок. Наблюдать, как животное после освобождения принимает нормальное положение. 2. Изучение статокинетических рефлексов при линейном и угловом ускорении. а) свинку резко поднять вверх и опустить вниз. Наблюдать за движением головы и конечностей; б) свинку посадить во вращающееся устройство. Вращать на максимально возможной скорости. Наблюдать за животным во время вращения. После остановки посадить животное на ровную поверхность и наблюдать за его движениями. 3. Временное выключение вестибулярного аппарата. Выключение вестибулярного аппарата достигается путем местной анестезии. Для этого в наружный слуховой проход с одной или обеих сторон закапать 1-2 капли хлороформа. Провести последовательно все предыдущие опыты. Отметить время, через которое животное восстанавливает нормальную позу. 4. Оформить результаты исследования. Сделать выводы. Дополнительная литература 1. Коган А.Б., Щитов С.И. Практикум по сравнительной физиологии. М., 1954. 2. Физиология человека / Под ред. Р. Шмидта, Г.Тевса. М., 1986. Т. 2. Работа 23. Определение латентного периода дифференцировочной зрительномоторной реакции Через зрительный анализатор работающий человек получает до 90% информации. Поэтому в физиологии труда работоспособности глаз придается большое значение. В процессе зрительно-напряженного труда работоспособность зрительного анализатора падает. Это находит отражение в ухудшении функций глаз. Общепризнан метод оценки зрительного утомления по скорости зрительно-моторной реакции, точ56 нее по латентному периоду данной реакции: под ним понимают время от начала действия светового раздражителя (при требовании реагировать как можно быстрее) до ответного действия на этот сигнал. Например, загорается световая лампа и надо как можно быстрее погасить ее, нажав на кнопку. Это простая зрительно-моторная реакция. Под влиянием утомления время латентного периода увеличивается. Если же перед испытуемым несколько лампочек и при включении одной из них надо нажать на соответствующую кнопку, то это уже дифференцировочная зрительно-моторная реакция. Испытуемый должен выбрать (дифференцировать) нужную кнопку. Время данной реакции, точнее ее латентного периода, будет больше, чем при простой зрительномоторной реакции. Кроме этого, могут быть и ошибки, если испытуемый нажал не ту кнопку. •Задание. Овладеть методикой дифференцировочной рефлексометрии. Замерить латентный период данной реакции в динамике при выполнении испытуемым зрительно-напряженной работы. Необходимо для работы: рефлексометр, позволяющий определять время реакции на включение лампочек четырех цветов. Методика выполнения работы Подготовка прибора к работе 1. Включить прибор в сеть. 2. Подключить пульт испытуемого к корпусу прибора. 3. Включить прибор тумблером "сеть", должна загореться сигнальная лампочка. 4. Обнулить миллисекундомер, нажав шток, расположенный над шкалой прибора. 5. Переключателем режима работы подключить в цепь одну из четырех лампочек пульта испытуемого (К - красная, С - синяя, Б - белая, З - зеленая). Ход работы Испытуемый сидит за столом, перед ним расположен выносной пульт, на котором в линию размещены четыре разноцветные лампочки. Перед каждой лампочкой - кнопка, которая гасит только данную лампочку. Если нажата не та кнопка, загорается большая красная лампочка, расположенная в центре верхней части пульта, она сигнализирует об ошибке испытуемого. 57 Экспериментатор просит испытуемого разместить по два пальца каждой руки на кнопках. Выдает задание: максимально быстро нажать на кнопку под загоревшейся лампочкой. Одновременно с включением лампочки включается миллисекундомер, роль которого выполняет счетчик импульсов. Экспериментатор после каждого предъявления сигнала записывает показание прибора в протокол и ставит стрелку прибора на нулевое значение. После этого он включает в электрическую цепь другую лампочку и повторяет задание. Время латентного периода реакции оценивается как среднее арифметическое пяти замеров. Чтобы оценить динамику показателя, необходимо замерить латентный период дифференцировочной зрительно-моторной реакции до начала лекции, сразу после окончания второй пары и в конце третьей пары через 15-30 минут отдыха для глаз. Анализ показателей При зрительном утомлении латентный период дифференцировочной зрительно-моторной реакции будет удлиняться. Следует учесть, что даже кратковременный отдых для глаз в течение 5-10 минут способен оптимизировать показатель. По результатам собственных исследований сделать следующие выводы: 1. Есть ли при данном виде зрительной работы утомление (на основании собственных данных)? 2. Пропорционально ли время удлинения латентного периода продолжительности зрительной работы? 3. Способен ли кратковременный отдых оптимизировать исследуемые показатели? Ответить на вопросы: 1. Что такое зрительное утомление, когда оно возникает? 2. Назвать объективные и субъективные критерии, его характеризующие? 3. Отличается ли латентный период дифференцировочной зрительно-моторной реакции Вашего испытуемого от данных, приведенных в литературе? 4. Каков механизм влияния отдыха на латентный период зрительно-моторной реакции? 5. Проанализировать дугу зрительно-моторного рефлекса. 6. От каких факторов зависит латентный период данного рефлекса? 58 Дополнительная литература 1. Практикум по физиологии труда // Под ред. А.С.Батуева. Л., 1986. Гл. 5. 2. Кейдель В.Д. Физиология органов чувств. М., 1975. 3. Коробков А.В., Чеснокова С.А. Атлас по нормальной физиологии. М., 1986. Гл. 12. 59 ВЫСШАЯ НЕРВНАЯ ДЕЯТЕЛЬНОСТЬ Работа 24. Условный рефлекс у рыб Классические условные рефлексы хорошо вырабатываются у рыб, но техника и динамика выработки инструментального условного рефлекса у рыб отличаются рядом особенностей. •Задание. Освоить методику и выработать у рыб классические условные рефлексы, используя различные натуральные и индифферентные раздражители. Необходимо для работы: аквариум на 30-50 литров, компрессор, осветитель, набор кормушек, сухой корм, живой корм, секундомер. Методика выполнения работы До начала работы необходимо тщательно изучить технику выработки инструментальных условных рефлексов. Выработка условного рефлекса у рыб возможна в нескольких вариантах. 1. Рыбу поместить в аквариум с подсветкой и аэрацией воды и адаптировать к новым условиям примерно на протяжении недели. Из пенопласта изготовить несколько кормушек-колец и окрасить в различные цвета. При выработке рефлекса все кормушки опустить в различные части аквариума, но подкормку производить только в одной из них. Для анализа динамики выработки рефлекса учитывается интервал времени от опускания кормушек до обнаружения корма. 2. Аквариум с несколькими рыбками поместить в полутемное помещение или за ширму. Наладить аэрацию воды, установить 1 2-разовый режим кормления. После недельной адаптации подвесить над аквариумом лампочку, освещающую определенный участок аквариума. Опыт проводить в несколько этапов: а) испытание индифферентного сигнала. Включить на 15 секунд лампу и подсчитать количество рыбок, заходящих в освещенный участок аквариума. То же проделать после выключения лампы; б) учащение индифферентного сигнала. Для этого продолжать включать и выключать лампу через каждые 15 секунд до наступления полной индифферентности сигнала; 60 в) выработка условного рефлекса. Включить лампочку и через 2 секунды подсыпать корм в количестве, которое рыбки поедают примерно за 30-40 секунд. Подсчитать количество рыбок, заходящих в освещенный участок. Свет выключить. Спустя 5-7 минут сочетание повторить. Опыт продолжать до тех пор, пока рыбки не начнут подплывать к корму с задержкой; г) проверка образования условного рефлекса. Через каждые 10 сочетаний подсветку включать на 10 секунд без подкрепления кормом и подсчитывать количество заходов рыбок в освещенный участок. Рекомендуется провести дополнительно опыт с одной рыбкой и сравнить динамику выработки условного рефлекса у нее и у стайки рыб. 3. Опыт основан на естественном пищедобывательном рефлексе рыбы. В воду опустить небольшой кусочек красной резинки, подвешенной на нитке. Первое же случайное схватывание приманки подкрепить кормом. Многократными сочетаниями подкрепить рефлекс. Далее выработать условный рефлекс по следующей схеме: включить подсветку, опустить кусочек резинки, подкрепить кормом. Два-три раза в день проводить выработку рефлекса продолжительностью не более часа. Показателем условного рефлекса является количество подергиваний резинки при включении лампочки. Рекомендуется провести сравнительный анализ динамики выработки условного рефлекса у рыб различных видов, разной двигательной активности и различного образа жизни. Дополнительная литература. 1. Никифоров С.Н. Передний мозг и поведение рыб. М., 1982. 2. Батуев А.С. Высшая нервная деятельность. М., 1991. 3. Коган А.Б., Щитов С.И. Практикум по сравнительной физиологии. М., 1954. Работа 25. Определение объема памяти при случайном и смысловом запоминании В настоящее время изучение механизмов памяти как физиологического феномена превратилось в одно из главных направлений нейробиологии. Эти исследования ведутся на разных уровнях структурнофункциональной организации мозга, а при изучении физиологических основ памяти человека - с привлечением психологических тестов. Одним из направлений является исследование кратковременной памяти, так как она выступает необходимым условием для образования долго61 срочной памяти. Большой интерес представляет изучение объема кратковременной памяти, определение длительности сохранения и возможных преобразований информации в кратковременной памяти. •Задание. Определить объем памяти и его зависимость от содержания информации. Необходимо для работы: секундомер, таблица с семью рядами случайных цифр, каждый из которых содержит неодинаковое число цифр: от 4-х в первом ряду до 10-ти - в седьмом; таблица из 10 простых, не связанных между собой слов из 4-6 букв; таблица, включающая 18 различных понятий: "хорошая погода","тяжелый труд" и т.п. Методика выполнения работы 1. Определение объема памяти по методу Джекобса Тест N 1 Испытуемым необходимо получить следующую инструкцию о выполнении задания (они заранее должны подготовить протокол, куда будут вписывать цифры): "Внимательно прослушайте зачитываемый ряд цифр и воспроизведите его по памяти. Записывайте цифры в протокол в том же порядке, как они читались". Каждый ряд зачитывать один раз по очереди, начиная с самого короткого. Опыт повторить 4 раза. Обработка результатов: После того как продиктованы и записаны все ряды цифр, определить количество правильно воспроизведенных рядов и количество ошибок при определении последовательности цифр, воспроизведенных по памяти. Составить сводную таблицу результатов всех 4-х опытов и вычислить процент правильно воспроизведенных рядов каждой длины за все опыты. Построить график зависимости продуктивности запоминания от количества материала (по проценту правильно воспроизведенных рядов за все опыты). Вычислить объем кратковременной памяти по формуле: V = A + m/ n + k/ 2, 62 где A - наибольшая длина ряда, который испытуемый воспроизвел правильно во всех опытах; m - количество правильно воспроизведенных рядов больших, чем A; n - число опытов (в данном случае n=4); k - интервал между рядами (в данном случае k=1). Составить сводную таблицу объема памяти для группы испытуемых и вычислить средние показатели. Тест N 2 Испытуемому предложить 10 слов на запоминание и последующее воспроизведение. Слова (например, вода, ель и т.д.) зачитывать дважды: после первого предъявления дать 1 минуту на запись, затем зачитать повторно и дать на запись также 1 минуту. Оценку в баллах произвести по таблице: Оценка в баллах Количество правильно воспроизведенных слов (из 20) 9 8 7 6 5 4 3 2 1 019 1718 1516 1314 1112 910 7-8 4-6 31 Сопоставить результаты 1 и 2 тестов. Сделать выводы. 2. Определение объема памяти при смысловом запоминании Испытуемые получают инструкцию: "При звучании того или иного понятия делайте зарисовки на заранее подготовленном листе. Они в последующем должны помочь Вам воспроизвести по памяти это понятие. После того как преподаватель медленно зачитает все 18 понятий, запишите под своими зарисовками все понятия". Подсчитать число правильно воспроизведенных понятий. Сделать выводы. Дополнительная литература 1. Гуминский А.А. и др. Руководство к лабораторным занятиям по общей и возрастной физиологии: Учеб. пособие. М., 1990. С. 115. 2. Зинченко Т.П. Методы исследования и практические занятия по психологии. Душанбе, 1972. 3. Механизмы памяти / И.П. Ашмарин, Ю.С. Бородкин и др. Л., 1987. 4. Эккерт Р., Рэнделл Д., Огастин Дж. Физиология животных: механизмы и адаптация: Пер. с англ. М., 1991. 63 5. Руководство к практическим занятиям по физиологии / Под ред. Г.И. Косицкого, В.А. Полянцева. М., 1988. 6. Практикум по нормальной физиологии / Под ред. Н.А. Агаджаняна, А.В. Коробкова. М., 1983. Работа 26. Сигнальная роль освещения в выборе места обитания у дафний Абиотические экологические факторы, например свет, могут менять поведение животных, даже таких, организация нервной системы которых достаточно примитивна. Как известно, усложнение нервной системы у ракообразных происходило в двух направлениях: образование брюшной нервной цепочки и продольная концентрация нервных узлов. Особое внимание заслуживают фоторецепторы, формирующиеся на базе сложного фасеточного глаза. Свет помогает ракообразным ориентироваться в пространстве, находить пищу. Поэтому многие ракообразные, например дафнии, имеют положительный фототаксис. Известно, что и частота плавательных движений дафнии зависит от освещенности. ний. •Задание. Изучить роль освещения в выборе места обитания у дафНеобходимо для работы: культура дафний, микроскоп МБС-9, осветитель, кювета для дафний с водой, люксметр, термометр, стеклянная пипетка. Методика выполнения работы В кювету с водой поместить крупную дафнию и наблюдать за ней через объектив бинокулярного микроскопа. После 5-10 минут адаптации рачка к новым условиям среды подсчитать число "порхающих движений" за одну минуту. Провести подсчет числа движений при различных уровнях освещенности, например, при 50, 100, 200, 300, 400 и 500 люксах. Методика измерения освещенности приведена ниже. Температура в кювете не должна меняться, поэтому лампу осветителя поставить на отдалении. Полученные данные занести в таблицу. Наблюдение проводить не менее чем за пятью животными. Результаты обработать статистически. Построить график зависимости числа движений дафний от освещенности. 64 Методика измерения освещенности Люксметр состоит из селенового фотоэлемента в оправе и электромагнитного измерительного прибора в футляре, связанных гибким проводом. На лицевой панели корпуса есть тумблер переключения пределов измерений. В положении "250" цена деления шкалы равна 10 лк, предел измерений - 250 лк. В положении "500" цена деления шкалы 20 лк, предел измерений - 500 лк. Шкала прибора градуирована для измерения освещенности, создаваемой лампами накаливания, например осветителем ОИ-17. Лампы дневного света завышают показания. Порядок работы с прибором: положить фотоэлемент светочувствительным слоем к поверхности стола. Стрелка прибора должна быть на нуле. Ручку переключателя установить в положение "500". Фотоэлемент прислонить к стеклу кюветы напротив источника света. Если освещенность, определяемая по шкале прибора, менее 100 лк, перевести переключатель в положение "250". Освещенность определять по положению стрелки на шкале прибора. Если освещенность окажется выше 500 лк, на фотоэлемент надо надеть фильтр из матового стекла. В этом случае показания прибора необходимо умножить на 100 и таким образом получить уровень освещенности. Методика условного рефлекса Для этой работы необходим футляр из черной бумаги, закрывающий кювету с дафниями наполовину, и три емкости по 250 мл с десятью дафниями. Первую емкость с дафниями выдержать неделю на верхней полке холодильника при включенном освещении камеры (температура воды 400С). Вторую емкость держать там же, но затемнять во время кормления черной бумагой. Еще сутки дафний второй и третьей емкостей выдержать при комнатной температуре и одинаковой освещенности (т.е. при условиях, привычных для животных третьей емкости). Порядок работы В кювету, затемненную наполовину, поместить 10 дафний из первой емкости. При небольшом увеличении подсчитать через 10 минут, как распределяются животные в освещенной и затемненной зонах. Освещение должно вызывать максимальное количество движений (по данным первого эксперимента). Подсчет производить каждую минуту в течение последующих пяти и вычислить среднее значение. Аналогичные наблюдения провести за животными из второй и третьей емкости. На основании собственных результатов оценить, какой фактор (свет, температура или пищевой рефлекс) оказывает наибольшее влияние на выбор места обитания у дафний. 65 Сделать выводы. Ответить на вопросы: 1. Какая форма поведения - врожденная или приобретенная - преобладает у дафний? 2. Дать понятие о кинезах и таксисах. 3. Что такое инстинкт? 4. Существуют ли другие абиотические факторы, кроме изученных? Какие? 5. Нарисовать схему условного рефлекса у дафний. Дополнительная литература 1. Сравнительная физиология животных / Под ред. Л. Проссера. М., 1978. Т. 3. 2. Коган А.Б., Щитов С.И. Практикум по сравнительной физиологии. М., 1954. ФИЗИОЛОГИЯ КРОВИ Работа 27. Получение кристаллов гемоглобина Гемоглобин разных видов животных имеет различную форму кристаллов. По форме кристалла можно определить, к какому виду относится исследуемая кровь. •Задание. Получить кристаллы гемоглобина из крови нескольких видов животных и описать их видовые особенности, динамику кристаллизации. Необходимо для работы: препаровальный набор, центрифуга, микроскоп, посуда, спиртовка. Методика выполнения работы Методика получения кристаллов гемоглобина включает четыре этапа: 1. Предотвращение свертывания крови. При достаточном количестве крови лучше ее дефибринировать. Допускается стабилизация крови добавлением противосвертывающих веществ (цитрата натрия, оксалата натрия, гепарина и др.). 2. Гемолиз эритроцитов. Можно вызвать осмотический гемолиз дистиллированной водой. 66 3. Очистка препарата. Отделение стромы и ядер эритроцитов, а также других веществ, мешающих кристаллизации, произвести методом центрифугирования. 4. Кристаллизация гемоглобина. Из многочисленных методик наиболее апробированной является следующая. Кровь дефибринировать или смешать с цитратом натрия (4:1), или с гепарином (1 капля на 1 мл крови) и центрифугировать 10 минут при 1500 об/ мин. Осадок форменных элементов отделить и промыть соответствующим физиологическим раствором и вновь центрифугировать. К отмытым эритроцитам добавить три объема дистиллированной воды, взвесь подогреть примерно до 400С, добавить по 0,1 мл этилового эфира и 950-ного этилового спирта на каждый мл крови. Взвесь тщательно встряхнуть и оставить на верхней полке холодильника до следующего дня. Кристаллизацию гемоглобина произвести на предметном стекле. Для этого на край тщательно обезжиренного стекла нанести каплю крови и шлифованным стеклом сделать стандартный мазок крови. Мазок подсушить на воздухе или на слабом пламени спиртовки. При подсыхании краев мазка стекло залить бальзамом и накрыть покровным стеклом для последующего микроскопирования. Описать и зарисовать кристаллы гемоглобина. Сделать выводы. Дополнительная литература 1. Васильева В.А. Большой практикум по физиологии человека и животных. М., 1954. С. 74. 2. Коржуев П.А. Гемоглобин // Сравнительная физиология и биохимия. М., 1964. Работа 28. Оксигемометрия Соединение гемоглобина крови с кислородом называют оксигемоглобином (HbO2). Количество оксигемоглобина в крови человека зависит от парциального давления кислорода: при его понижении количество оксигемоглобина уменьшается, при увеличении - возрастает. Оксигемометрией называется фотоэлектрический метод определения степени насыщения крови кислородом, основанный на спектральных свойствах оксигемоглобина. •Задание. Определить степень оксигенации крови у человека при различных состояниях организма. Необходимо для работы: оксигемометр, микрокомпрессор, набор для взятия крови: скарификатор, ме67 ланжер, часовое стекло, спирт, эфир, йод, антикоагулянт (гепарин или 5%-ный раствор цитрата натрия), вата, мерные пипетки на 1 мл - 2 шт., на 2 и 5 мл, NaCl - 2 г, салицилат натрия 0,3 г, дистиллированная вода. Методика выполнения работы Приготовление разбавляющего раствора Взять 2 грамма NaCl и 0,3 грамма салицилата натрия и развести в 100 мл дистиллированной воды. Подготовка прибора к работе Действие оксигемометра основано на регистрации с помощью фотоэлектрического датчика светового потока, интенсивность которого меняется в зависимости от степени насыщения крови кислородом. На передней панели оксигемометра имеется шкала, по которой в процентах определяется количество оксигемоглобина. Проверив заземление прибора, включить сетевое питание и тумблер "_/ _" в верхнее положение "__". Через 10 минут, когда прибор прогреется, установить следующие положения ручек и тумблеров на передней панели: переключатель "кювета-ухо" - в среднее положение, переключатель пределов измерения - в положение "60-100%", ручкой "0" поставить стрелку прибора на нулевую отметку в середине шкалы. Выдвинуть до первого щелчка каретку кюветного датчика. Переключатель "кювета-ухо" из среднего положения перевести в положение "кювета", ручкой "кювета" установить стрелку прибора на 98%. Выдвинуть каретку кюветного датчика до второго щелчка, при этом стрелка должна установиться на 60% по нижней шкале. Перевести переключатель пределов в положение "20-80%", при этом стрелка прибора должна показывать 60% по верхней шкале. Переключатель "кювета-ухо" вернуть в среднее положение, а переключатель пределов - в положение "60-100%". Прибор готов к работе. Порядок работы 1. На чистое часовое стекло поместить несколько капель антикоагулянта - гепарина или цитрата натрия. Взять пробу крови из пальца и смешать с антикоагулянтом. Взять 0,4 мл стабилизированной крови в чистую пробирку и добавить 2 мл разбавляющего раствора (приливать медленно по стенке пробирки). Осторожно перемешать стеклянной палочкой так, чтобы не образовывались пузырьки. В кювету оксигемометра налить 0,8 мл разведенной крови, закрыть кювету крышкой и установить ее в гнездо каретки кюветного датчика. Вдвинуть каретку 68 датчика до упора. Поставить переключатель датчиков в положение "кювета". Снять на шкале прибора показания стрелки, которые отражают процент насыщения крови кислородом. Повторить определения, предварительно проаэрировав пробу крови от микрокомпрессора в течение 2-3 минут. 2. Определение с помощью ушного датчика. Датчик укрепить в верхней части ушной раковины. Дать уху прогреться в течение 5-10 минут. Тумблер "кювета-ухо" перевести в положение "ухо". Установить на шкале ручкой "ухо" величину насыщения при дыхании атмосферным воздухом, которая составляет 95-97%. Провести определение насыщения крови кислородом у испытуемого после функциональных проб: 1. Задержка дыхания на 0,4-2 минуты сначала на вдохе, затем на выдохе. Отметить, как изменяются показания оксигемометра в зависимости от того, на вдохе или на выдохе задержано дыхание. 2. Несколько глубоких вдохов и выдохов. 3. 20-30 приседаний. Внимание! После каждой функциональной пробы определить уровень оксигенации крови по стрелке оксигемометра. Установить время, необходимое для возвращения ее в исходное положение. Каждую следующую пробу проводить только после восстановления исходной величины насыщения крови кислородом. Сделать выводы о влиянии различных факторов на интенсивность оксигенации. Дополнительная литература 1. Кустов В.И. Об использовании оксигемографа для изучения насыщения крови у экспериментальных животных. Хабаровск, 1964. Т. 24, вып. 2. С. 3-6. 2. Мельников В.В. К анализу оксигемограммы при вдыхании кислорода. Хабаровск, 1962. Т. 23, вып. 2. С. 3-9. 3. Мусин Л., Новакова О., Кунц К. Современная биохимия в схемах. М., 1984. С. 183-190. Работа 29. Коагулография Свертывание крови - одна из защитных функций организма. Скорость свертывания отличается у представителей различных видов животных. Значительное влияние на нее оказывает экология. Один из 69 аппаратных способов регистрации упруговязких свойств крови в процессе ее свертывания - коагулография. •Задание. Записать коагулограммы крови человека, лягушки, кролика, рыбы. Проанализировать и сравнить все показатели, сопоставить с особенностями среды обитания. Необходимо для работы: коагулограф Н-333, все для забора крови, 1,29%-ный раствор хлористого кальция, пипетка на 0,1 и 0,2 мл. Методика выполнения работы Исследуемую кровь залить в ячейку, в которую запрессованы два электрода. Ячейку поместить в воздушный термостат, в котором автоматически поддерживается температура 370С. При колебании ячейки по мере свертывания крови ее перемещение по ячейке затрудняется, электрическая цепь перестает замыкаться, сопротивление ячейки уменьшается в соответствии с динамикой свертывания крови. При ретракции сгустка и фибринолизе выделяющаяся жидкость начинает перекатываться по ячейке, что также приводит к изменениям сопротивления. Запись результата исследования имеет вид ряда периодических колебаний с частотой 6 имп./ мин., амплитуда которых соответствует сопротивлению крови, находящейся в данный момент между электродами. Сопротивление ячейки зависит от двух факторов: толщины слоя и удельного сопротивления среды (в данном случае крови). Толщина слоя крови над электродами в ячейке меняется в зависимости от скорости перекатывания жидкости по поверхности ячейки, т.е. в основном зависит от вязкости крови. Пока кровь не свернулась, амплитуда колебаний большая, а по мере свертывания начинает убывать. Огибающая этих колебаний характеризует процесс свертывания крови. Удельное сопротивление крови зависит от объемного сопротивления и форменных элементов, являющихся практически диэлектриками. Таким образом, первоначальная амплитуда колебаний характеризует гематокрит. Порядок работы Прибор Н-333 включается кнопкой "вкл.", расположенной на передней панели прибора. Установить фторопластовые ячейки в держате- 70 ли (одна ячейка рабочая, вторая - запасная). Прогреть прибор и ячейки 40-45 минут. Не следует надолго оставлять открытой крышку отсека. После прогрева в крышку ячейки пипеткой на 0,2 мл налить 0,2 мл цитратной крови, затем пипеткой на 0,1 мл прибавить около 0,05 мл раствора хлористого кальция, ячейку быстро закрыть, перевернуть 2-3 раза (для перемешивания) и вставить в ячейкодержатель. Сразу же нажать кнопку "мотор" и начать запись процесса свертывания крови. Скорость протяжки ленты 10 мм/мин. Для правильной расшифровки коагулограммы время Т0 отсчитывать с момента внесения хлористого кальция. После записи прибор выключить, ячейки промыть холодной водой, вытереть и оставить открытыми в воздушном термостате прибора. ВАЖНО! При заполнении ячейки следить за тем, чтобы ее бортик был сухим, при перемешивании цитратной крови и раствора хлористого кальция не следует встряхивать ячейку. Обработка записи: а) начало свертывания - ТN. Определяется в минутах и секундах от начала исследования до первого колебания с уменьшенной амплитудой по формуле: Т1 = Т0 + ТАВ, где Т0 - время, прошедшее с момента внесения кальция до начала записи. ТАВ - время от начала записи до первого колебания с уменьшенной амплитудой (точка В). Скорость движения ленты 10 мм/ мин. Время между соседними вершинами импульсов равно 10 сек.; б) конец свертывания крови - Т2. Определяется в минутах и секундах от начала исследования до первого колебания с минимальной амплитудой по формуле: Т2 = Т0 + ТАГ, где ТАГ - время от начала записи до первого колебания с минимальной амплитудой (точка Г); в) продолжительность процесса свертывания крови - Т. Определяется в минутах и секундах от первого колебания с уменьшенной амплитудой до первого колебания с минимальной амплитудой (промежуток времени ВГ); г) скорость свертывания за первую минуту - YС. Определяется в относительных единицах по формуле: АВ - АВ1 YС = ----------------- , Т где АВ - амплитуда колебаний в начале свертывания (точка В), АВ1 - амплитуда колебаний через одну минуту после начала свертывания (точка В1), Т - время (1 мин.) качаний ячейки. 71 Амплитуду измерить с помощью школьной линейки. Величину амплитуды подсчитать как разность значений по линейке точек максимума и минимума колебаний. При измерении следует совместить "О" линейки с левой крайней линией диаграммы; д) скорость свертывания за вторую минуту - Y02. Определяется в относительных единицах по формуле: АВ1 - АВ2 Y02 = ----------------- , Т где АВ2 - амплитуда колебаний через 2 минуты после начала свертывания (точка В2), Т = 1 мин.; е) скорость свертывания за третью минуту - Y03. Определяется в относительных единицах по формуле: АВ2 - АВ3 Y03 = ----------------- , Т где АВ3 - амплитуда колебаний через три минуты после начала свертывания (точка В3), Т = 1 мин.; ж) начало ретракции и фибринолиза - Т3. Определяется в минутах и секундах время от начала исследования до первого колебания с увеличенной амплитудой, следующего после свертывания (точка К). Т3 = Т0 + ТАК, где ТАК - время от начала записи до первого колебания с увеличенной амплитудой, следующего после начала свертывания; з) скорость ретракции и фибринолиза за первые пять минут после начала этих процессов - Y1. Определяется в относительных единицах по формуле: АК1 - АК Y1 = ----------------- , Т где АК1 - амплитуда колебаний через пять минут после начала ретракции и фибринолиза (точка К1). АК - амплитуда колебаний в начале ретракции и фибринолиза (точка К), Т - время 5 мин.; и) максимальная амплитуда - АМ. Определяется по амплитуде колебаний в начале записи (дуга А-В). Максимальная амплитуда характеризует показатель гематокрита. Относительные данные в зависимости максимальной температуры - АМ и показателя гематокрита. Максимальная амплитуда 72 Показатель гематокрита меньше 3,5 3,5 - 4,2 больше 4,2 выше 46/54 46/54 - 39/61 ниже 39/ 61 Сделать выводы. Дополнительная литература 1. Физиология человека / Под ред. Р. Шмидта и Г. Тевса. М., 1985. Т. 1. 2. Физиология человека: Курс лекций: В 2 кн. / Н.А. Агаджанян, Л.З. Гель, В.И. Циркин, С.А. Чеснокова. Алма-Ата, 1992. Т. 2. 3. Физиология крови / Под ред. А.А. Маркосяна. М., 1982. 4. Сравнительная физиология животных / Под ред. Л. Проссера. М., 1977. Т. 2. 5. Шмидт-Ниельсон К. Физиология животных. М., 1982. Т. 1. Работа 30. Осмотическая резистентность эритроцитов Разрушение эритроцитов и выход в раствор гемоглобина получили название гемолиза. Осмотический гемолиз происходит при попадании эритроцитов в растворы, осмотическое давление которых ниже, чем в плазме крови, гипотонические растворы. При этом вода начинает поступать через полупроницаемую мембрану внутрь эритроцита. Клетки сначала разбухают и затем разрываются. По величине концентрации гипотонического раствора, в котором происходит гемолиз, можно судить об устойчивости мембраны эритроцитов к действию механических факторов. Эту концентрацию принято обозначать как границу осмотической резистентности эритроцитов. Различают минимальную и максимальную границы осмотической стойкости. Минимальная граница означает концентрацию, при которой появляются первые признаки гемолиза. Максимальная граница осмотической стойкости - это первая концентрация раствора, при которой происходит полный гемолиз. О наличии гемолиза и его степени можно судить по появлению окраски растворителя и наличию осадка эритроцитов. Отсутствие осадка эритроцитов и окрашенный прозрачный раствор означают, что произошел полный гемолиз. Наличие осадка и окрашенного непрозрачного раствора свидетельствует о частичном гемолизе. Окрашенный осадок эритроцитов и неокрашенный раствор указывают на отсутствие гемолиза. 73 •Задание. Определить границы осмотической стойкости эритроцитов крови крысы (быка). Сравнить их с данными об эритроцитах человека. Необходимо для работы: 8 пробирок, карандаш по стеклу, 1%-ный раствор хлористого натрия, дистиллированная вода, дефибринированная кровь. Методика выполнения работы Пронумеровать пробирки и приготовить растворы хлористого натрия разных концентраций, используя табл. 1. Таблица 1 Номер пробирки 1 2 3 4 5 6 7 8 1% р-р NaCL, мл 4,5 4,0 3,5 3,0 2,5 2,0 1,5 1,0 Дистилл. вода, мл 0,5 1,0 1,5 2,0 2,5 3,0 3,5 4,0 Полученная концентрация раствора, % 0,9 0,8 0,7 0,6 0,5 0,4 0,3 0,2 В каждую пробирку добавить по 3 капли крови (можно не перемешивать). Пробирки оставить на 1 час в штативе или центрифугировать в течение 5 минут. Через час просмотреть пробирки (не встряхивать!). Определить наличие осадка эритроцитов и окраски раствора. Данные занести в табл. 2. В последней графе таблицы отмечать концентрации, соответствующие минимальной и максимальной осмотической резистентности эритроцитов. Таблица 2 Концентрация раствора, % 0,9 0,8 и т.д. Окраска раствора Осадок эритроцитов Заключение Границы стойкости Для получения более точных показателей осмотической резистентности эритроцитов готовятся растворы в концентрациях от 0,3 до 0,6% c интервалом 0,02%. 74 По результатам экспериментов сделать выводы. Дополнительная литература 1. Гуминский А.А. и др. Руководство к лабораторным занятиям по общей и возрастной физиологии: Учеб. пособие. М., 1990. С. 115. 2. Клиорин А.И. и др. Функциональная неравнозначность эритроцитов. М., 1974. 3. Большой практикум по физиологии человека и животных / Под ред. Л.Л. Васильева и И.А. Ветюкова. М., 1961. С. 65-66. Работа 31. Фагоцитоз эритроцитов птицы лейкоцитами морской свинки Процесс захвата и переваривания чужеродных частиц лейкоцитами (фагоцитоз) относится к неспецифическому клеточному иммунитету и является важным этапом защитной реакции организма. Работа позволяет зафиксировать все стадии фагоцитоза. •Задание. Убедиться в неспецифическом клеточном иммунитете на примере фагоцитоза эритроцитов птицы лейкоцитами морской свинки. Необходимо для работы: голубь, морская свинка, препаровальный набор, шприц с иглами, посуда, физиологический раствор для теплокровных, краска Романовского-Гимзы, предметные и покровные стекла, дистиллированная вода, промывалка, глазная пипетка, микроскоп с осветителем. Методика выполнения работы У птицы (голубь, воробей) взять 1-2 мл крови и смешать с физиологическим раствором для теплокровных в соотношении 1:5 - 1:10. Образовавшиеся сгустки фибрина отделить фильтрованием через слой марли. Дефибринированный раствор отцентрифугировать при 3000 об/мин в течение 10 минут. Центрифугат в количестве 3 мл ввести внутрибрюшинно морской свинке. Через сутки животное забить, вскрыть брюшную полость и забрать шприцем (пипеткой) перитональную жидкость. На обезжиренное, промытое и высушенное предметное стекло нанести каплю перитональной жидкости и сделать мазок шлифованным стеклом. Мазок высушить на воздухе, а затем зафиксировать в 70 - 960-ном спирте на протяжении 15 минут. Мазок вновь высушить и окрасить краской РомановскогоГимзы. Для этого маточный раствор краски развести дистиллированной 75 водой с рН = 7,0 из расчета 1-2 капли краски на 1 мл воды. Краску развести непосредственно перед окрашиванием мазка. Окрасить 20-45 минут, затем краску смыть струей воды из промывалки. Мазок высушить на воздухе и затем просмотреть под микроскопом с иммерсией (х90). Найти и зарисовать все имеющиеся стадии фагоцитоза. Сделать выводы. Дополнительная литература 1. Коштоянц Х.С. Основы сравнительной физиологии. М., 1950. Т. 1. 2. Зуфаров К.И. и др. Лейкоциты и клетки соединительной ткани. Ташкент, 1979. С. 31-40. 3. Физиология системы крови (Руководство по физиологии). Л., 1968. Работа 32. Факторы, изменяющие скорость свертывания крови Свертывание крови - важнейшая ферментативная многофазная реакция, с помощью которой организм борется с потерей крови при травмах. Скорость свертывания крови зависит от взаимодействия свертывающей, противосвертывающей и фибринолитической систем. Существуют методики, позволяющие определять состояние различных компонентов этих систем, а также характеризующие скорость процесса свертывания крови в целом. •Задание. Овладеть техникой взятия крови из пальца. Определить скорость свертывания крови и ее изменение под действием различных факторов. Необходимо для работы: часовое и предметное стекла - 8 шт., стеклянный крючок, секундомер, скарификатор, спирт, йод, вата, штатив с пробирками, градуированные пипетки, 2%-ный раствор лимоннокислого натрия, 20%-ный раствор сернокислой магнезии, 1,34%-ный раствор оксалата натрия, 0,277%-ный раствор хлорида кальция, гепарин (5 ед./ мл), водяная баня (370 С). Методика выполнения работы 1. Определение времени свертывания крови 76 Тщательно продезинфицировать спиртом безымянный палец испытуемого. Сделать прокол подушечки пальца скарификатором. Микропипеткой взять кровь из пальца и поместить каплю крови на часовое (предметное) стекло. Каждые 30 минут проводить через каплю стеклянным крючком. Отметить время от момента нанесения капли на стекло до появления нитей фибрина. Этот период будет характеризовать время свертывания крови. 2. Факторы, изменяющие время свертывания крови (Выполняется одновременно с 1-й частью работы.) Взять 8 часовых (предметных) стекол, специально обработанных и имеющих соответствующие надписи. Стекла обработать следующим образом: 1-е стекло смазать 2%-ным раствором лимоннокислого натрия; 2-е стекло смазать 20%-ным раствором сернокислой магнезии; 3-е стекло покрыть тончайшим слоем ваты; 4-е стекло положить на лед; 5-е стекло подогреть до 400С на водяной бане; 6-е стекло смазать каплей гемолизированной крови, полученной путем встряхивания свежевыпущенной крови мелкого животного в пробирку со стеклянными бусинками; 7-е стекло смазать соком раздавленной икроножной мышцы лягушки; 8-е стекло матовое. На подготовленные стекла нанести по 1 капле крови и определить время свертывания по пункту 1. Сравнить результаты исследований и разобраться в механизме изменения скорости свертывания крови на каждом из стекол. 3. Определение толерантности крови к гепарину Микрометод Сирмаи Исследуется действие гепарина как антикоагулянта, т.е. вещества, препятствующего свертыванию крови. Набрать в микропипетку 0,015 мл 1,34%-ного раствора оксалата натрия, затем набрать кровь из ранки после укола мякоти пальца скарификатором до метки 0,15 мл. Смесь выдуть в маленькую пробирку и поместить ее в водяную баню при T=370. Через 2 минуты в пробирку добавить смесь следующего состава: к 0,15 мл 0,27%-ного раствора хлорида кальция добавить гепарин (5 ед/ мл). С этого момента начать отсчет времени до момента свертывания крови. В норме кровь свертывается в пробирке через 9 - 13 минут. Со- 77 поставить данные, сделать выводы об изменении свертывающей активности исследуемой крови. Дополнительная литература 1. Данилов Н.В. Методическое и практическое пособие по физиологии. Ростов н/Д, 1972. С. 111-114. 2. Физиология крови / Под ред. А.А. Маркосяна. М., 1982. ФИЗИОЛОГИЯ СЕРДЕЧНО-СОСУДИСТОЙ СИСТЕМЫ Работа 33. Влияние гормонов и электролитов на работу изолированного (по Штраубу) сердца лягушки Деятельность сердца регулируется не только нервной системой, но и гуморальным путем с помощью различных веществ, находящихся в крови. Наиболее выраженным влиянием на работу сердца обладает адреналин. Его действие подобно тому, которое наблюдается при раздражении симпатической нервной системы. Существенное влияние на деятельность сердца оказывают и некоторые электролиты. Увеличение ионов калия в крови угнетает сердечную деятельность. Увеличение содержания в крови ионов кальция действует в противоположном направлении. При значительном избытке ионов калия или кальция в крови сердце останавливается в диастоле или в систоле соответственно. •Задание. Освоить методику приготовления препарата изолированного сердца лягушки по Штраубу и установить изменения сердечной деятельности под влиянием CaCl2, KCl и адреналина. Необходимо для работы: препаровальный набор, универсальный штатив, фотопреобразователь, самописец Н-338, канюля Штрауба, лигатуры, мерные пипетки на 1, 2, 5 мл, раствор Рингера для лягушек, раствор адреналина гидрохлорида - 0,1%-ный (в ампулах), раствор хлористого кальция 78 (CaCl2) - 1%-ный, раствор хлористого калия (KCl) - 1%-ный, лягушка. Методика выполнения работы Приготовление препарата изолированного сердца лягушки (по Штраубу) Обездвижить лягушку путем разрушения головного и спинного мозга с помощью зонда. Приколоть ее к препаровальной дощечке брюшком вверх. Вскрыть грудную полость и обнажить сердце. Осторожно снять перикард. Под левую дугу аорты подвести две лигатуры, под правую - одну. Правую дугу аорты перевязать двойным узлом. На левой дуге аорты завязать лигатуру, расположенную дистальнее от сердца, а из лигатуры, расположенной ближе к сердцу, сделать петлю, не затягивая ее. Захватив и приподняв пинцетом стенку левого предсердия в середине пространства, ограниченного петлей, надрезать предсердие тонкими ножницами. Через отверстие в предсердии продвинуть конец канюли в желудочек. Затянув петлю, наложенную на предсердие, зафиксировать сердце на канюле. После этого быстро заполнить канюлю раствором Рингера. Приподняв канюлю, а вместе с ней и сердце, перерезать обе дуги аорты. Вторым разрезом, проходящим ниже полых вен, изолировать сердце из тела лягушки (не повредить венозный синус!). Чтобы сердце не соскользнуло, концы лигатур обмотать вокруг канюли. В канюле несколько раз сменить раствор Рингера, пока он не станет прозрачным. Если сердце изолировано правильно, то при каждом сокращении желудочка раствор выбрасывается в канюлю, а во время диастолы - поступает обратно в сердце, то есть уровень жидкости в канюле колеблется синхронно с сокращениями сердца. Регистрация деятельности сердца Канюлю с изолированным сердцем укрепить в штативе. Верхушку сердца захватить серфином, соединенным с рычажком фотопреобразователя. Зарегистрировать исходную кардиограмму - кривую сокращения изолированного сердца, перфузируемого раствором Рингера. Затем добавить в канюлю к раствору Рингера несколько капель CaCl2 и зарегистрировать изменения деятельности сердца вплоть до его остановки. Записав эффект, отмыть сердце раствором Рингера, несколько раз меняя его в канюле до полного восстановления исходного характера сокращений. Затем исследовать влияние KCl на сердце. Для этого добавить в канюлю к раствору Рингера 1-2 капли (не более!) раствора KCl. Зарегистрировать изменения сердечных сокращений до их исчезновения. Снова добиться восстановления сокращений сердца, промывая его 79 раствором Рингера. Добавить пипеткой по каплям раствор адреналина и зарегистрировать изменения деятельности сердца. Проанализировать исходную кардиограмму, определяя силу и частоту сердечных сокращений, а также продолжительность сердечного цикла. Сопоставить эти данные с кардиограммами под влиянием CaCl2, KCl и адреналина. Отметить характер изменения сердечных сокращений под действием гуморальных факторов. Объяснить механизм, обусловливающий изменение деятельности сердца при избытке ионов кальция и калия в омывающей жидкости. Обсудить, какое значение имеет адреналин в адаптации работы сердца к различным условиям внешней среды. Сделать выводы о значении гомеостаза для поддержания нормальной деятельности сердца. Дополнительная литература 1. Учебное пособие Г.Е. Самониной. М., 1986. по физиологии сердца / Под ред. М.Г. Удельнова, Работа 34. Влияние температуры на сократительную деятельность сердца Частота и сила сокращений сердца изменяются под влиянием различных факторов, в том числе и температуры. В зависимости от того, на какой отдел сердца действует температурный раздражитель, деятельность сердца изменяется по-разному. Для лягушки местное раздражение теплом (температура 35-380 С) области ведущего автоматического узла (венозный синус) ведет к учащению ритма не только венозного синуса, но и остальных отделов сердца. Если охлаждать область венозного синуса (температура от 0 до +20С), то частота сердечных сокращений уменьшается. Раздражение теплом или холодом других участков сердца не меняет частоту сердечных сокращений, но может повлиять на их силу. •Задание. Изучить изменения деятельности сердца лягушки при воздействии различной температуры, используя методику кардиографии. Необходимо для работы: фотопреобразователи - 2 шт., регистрирующий прибор (самописец Н-338), серфины - 2 шт., термоды, препаровальный набор, препаровальная доска, 80 нитки для лигатур, раствор Рингера для лягушек, лягушка. Методика выполнения работы Приготовление препарата Для записи сокращений сердца использовать полностью обездвиженный препарат, для чего разрушить головной и спинной мозг с помощью зонда. Обездвиженную лягушку зафиксировать на препаровальной доске спинной стороной вниз. Приподняв пинцетом кожу на брюшной стороне, надрезать ее немного ниже конца грудины. Вставить тупой конец ножниц в этот надрез и продолжить его в направлениях к правой и левой ключицам. Полученный треугольный кожный лоскут отвернуть на нижнюю челюсть. Приподнять пинцетом конец грудины и осторожно, чтобы не задеть сердце, разрезать мышцы по тем же направлениям, что и кожу. Дойдя до ключиц, перерезать их с обеих сторон и удалить грудину вместе с мышцами. Пользуясь маленькими ножницами, удалить околосердечную сумку (перикард). Под уздечку (связку, расположенную между желудочком и полой веной) подвести лигатуру, туго перевязать ее как можно ближе к сердцу и перерезать уздечку ниже места перевязки, чтобы лигатура осталась соединенной с сердцем. Для того чтобы сердце не подсыхало, постоянно смачивать его раствором Рингера. Термоды - тонкие стеклянные трубочки (можно использовать глазные пипетки), заполненные теплой (35-380С) и холодной (от 0 до +20С) водой. Порядок работы Приподнять сердце за лигатуру и захватить одной серфиной верхушку сердца, а другой - предсердие в месте наиболее отчетливого сокращения, но как можно дальше от желудочка. Соединить нитки, привязанные к серфинам, с отдельными рычажками фотопреобразователей (к верхнему рычажку присоединить серфин от желудочка). Включить фотопреобразователи и самописец, установив скорость протяжки ленты 5 мм/сек. Отрегулировать натяжение нитей, идущих от серфин к рычажкам фотопреобразователей, таким образом, чтобы амплитуда сокращений предсердий и желудочка составляла не менее 1-2 см. Зарегистрировать исходный характер сокращений сердца (предсердий и желудочка) до воздействия температурных раздражителей. Не прекращая записи сердечных сокращений, приложить к венозному синусу термод с теплой водой. Зарегистрировать изменение час81 тоты сокращений сердца. После восстановления исходного уровня сокращений приложить к синусу термод с холодной водой. Продолжать запись сердечных сокращений, отметить изменение деятельности сердца. Провести наблюдения и регистрацию сократительной деятельности сердца, прикладывая термоды в той же последовательности к атриовентрикулярному узлу. Отметить, изменяется ли деятельность сердца. Затем приложить термод с холодной водой на венозный синус, а термод с теплой водой - на желудочек (атриовентрикулярный узел). Наблюдать, как изменяется последовательность сокращений отделов сердца. Ответить на вопросы: 1. Как изменяются частота и сила сокращений сердца при действии тепла и холода? 2. Всегда ли область венозного синуса остается ведущей частью сердца? 3. При каких условиях ведущим становится атриовентрикулярный узел? Сделать выводы. Дополнительная литература 1. Гуминский А.А. и др. Руководство к лабораторным занятиям по общей и возрастной физиологии. М., 1990. С. 146-147. 2. Учебное пособие по физиологии сердца / Под ред. М.Г. Удельнова, Г.Е. Самониной. М., 1986. Работа 35. Рефлексы на сердце по данным электрокардиографии Все безусловные рефлексы на сердце, как экстеро- , так и интероцептивные, реализуются через систему блуждающих или симпатических нервов. Наиболее наглядно они проявляются урежением (вагальные рефлексы) или учащением (симпатические рефлексы) сердечных сокращений. К числу вагальных принадлежит глазо-сердечный рефлекс (Данини-Ашнера), который проявляется в урежении сердцебиений на 10-20 ударов в минуту, наступающем при надавливании на глаз-ные яблоки. Отражением электрических процессов, происходящих в сердце, является характерная кривая - электрокардиограмма (ЭКГ), которая в норме состоит из трех направленных вверх положительных зубцов P, R, T и 82 двух направленных вниз отрицательных зубцов - Q и S. Продолжительность и амплитуда отдельных интервалов и комплексов ЭКГ характеризуют два основных свойства сердечной мышцы: возбудимость и проводимость. При электрокардиографии используются различные способы отведения биопотенциалов: стандартные, или классические, грудные, однополюсные отведения от конечностей. При стандартных отведениях: I отведение - разность потенциалов, регистрируемая между правой и левой руками; II отведение - между правой рукой и левой ногой; III отведение - между левой рукой и левой ногой. •Задание: Овладеть методикой электрокардиографии. Записать и проанализировать изменения электрокардиограммы у человека при возникновении рефлекса Данини-Ашнера. Необходимо для работы: электрокардиограф, электроды, физиологический 10%-ный раствор NaCL, спирт, марлевые салфетки. Методика выполнения работы Подготовка прибора 1. Установить органы управления в исходное положение: а) переключатель отведений - в положение "0", б) тумблер "сеть" - в положение "выкл.", в) регулятор "усиление" - в крайнее левое положение, г) переключатель "1-05" - в положение 1. 2. Поставить в прибор диаграммную ленту и проверить поступление чернил. 3. Тумблер "сеть" установить в положение "сеть", при этом должна загореться сигнальная лампочка. 4. Прогреть прибор 5 минут и проверить его работу: а) регулятором "смещение пера" установить перо на середину ленты, б) ручкой "усиление" установить чувствительность 10 мм (мВ), при необходимости использовать переключатель "1-05", в) установить скорость движения ленты 50 мм/ сек. Порядок работы Испытуемого положить на кушетку на спину. Кожу в местах размещения электродов протереть спиртом. С помощью резиновых бинтов закрепить электроды на конечностях, предварительно поместив на кожу под каждый электрод марлевую салфетку, смоченную физиологическим раствором (бинты туго не затягивать!). Присоединить штекеры кабеля 83 отведений к электродам: красный - к правой руке, желтый - к левой руке, зеленый - к левой ноге, черный - к правой ноге. Проверить положение пера в центре ленты. Перевести переключатель отведений в положение "1". Записать ЭКГ, пользуясь ручкой "запись". При длительной регистрации ручку "запись" перевести вправо, при кратковременной - влево. Аналогичным образом записать ЭКГ во II и III отведениях, поставив переключатель отведений в соответствующие положения. При переводе переключателя отведений из одного положения в другое ручка "запись" должна быть выключена, а кнопка "успокоение" нажата до упора. Повторить регистрацию ЭКГ во всех трех стандартных отведениях, но в момент возникновения рефлекса Данини-Ашнера. Экспериментатор, предварительно чисто вымыв руки, прикладывает их к боковой поверхности головы испытуемого. Большими пальцами медленно надавливает в течение 5-8 секунд одновременно на оба глазные яблока (не сильно, так чтобы не вызывать ощущений света и боли) и быстро прекращает надавливание. (Опыт проводить под контролем преподавателя.) Закончив опыт, снять электроды только после выключения прибора. Выключение прибора 1. Остановить движение ленты ручкой "запись". 2. Нажать кнопку "успокоение" и установить переключатель отведений в положение "0". 3. Поставить тумблер "сеть" в положение "выкл.". 4. Отключить сетевое питание. Анализ ЭКГ Анализ кардиограммы включает определение ритма и частоты сердечных сокращений, измерение зубцов P, R, T, определение продолжительности фаз предсердно-желудочковой проводимости (P-Q) и электрической систолы желудочков (Q-T). Длительность интервалов предсердно-желудочковой (P-Q) и внутрижелудочковой (Q, R, S) проводимости находится в обратном отношении к частоте импульса. Поэтому в практике анализа ЭКГ пользуются сопоставлением фактической систолы с ее должной величиной, определяемой по электрической формуле Базета: (Q - T) = k (R1 - R2), где (Q - T) - длительность систолы в секундах, (R1 - R2) - длительность сердечного цикла, k - коэффициент, равный в среднем 0,37. Кроме того, рассчитывают систолический показатель ФогельсонаЧерногорова, представляющий собой отношение длительности систолы, 84 измеренное по отрезку Q - T, к длительности целого сердечного цикла (R1 - R2), выраженное в процентах. Фактический показатель (систолический) также сравнивают с его должной величиной, рассчитанной для данной частоты пульса. Ответить на вопросы: 1. Какое положение электрической оси сердца у испытуемого? 2. Каковы продолжительность сердечного цикла и частота сердечных сокращений? 3. Какова продолжительность атриовентрикулярной задержки? 4. Какова продолжительность электрической систолы? 5. Что такое систолический показатель? 6. Проанализировать рефлекторную дугу рефлекса ДаниниАшнера. Сделать выводы. Дополнительная литература 1. Вартак Ж. Интерпретация электрокардиограммы. М., 1978. 2. Мурашко В.В., Струтынский А.В. Электрокардиография. М., 1991. 3. Физиология кровообращения. Физиология сердца (Руководство по физиологии). Л., 1980. 4. Учебное пособие по физиологии сердца / Под ред. М.Г. Удельнова, Г.Е. Самониной. М., 1986. Работа 36. Рефлексы на сердце с желудка и кишечника (опыт Гольца) Все безусловные рефлексы на сердце (как экстероцептивные, так и интероцептивные) реализуются через систему блуждающих или симпатических нервов. Нагляднее всего они проявляются урежением (вагальные рефлексы) или учащением сердечных сокращений. К числу вагальных относят рефлекс на сердце с желудка и кишечника (опыт Гольца), который при внешнем раздражении желудка или кишечника проявляется в урежении сердцебиений на 10-15 ударов в минуту. Наиболее объективно изменение ритма и частоты сердечных сокращений наблюдается на кардиограмме - графической регистрации сердечных сокращений. На ней видны два зубца - сокращение предсердий и сокращение желудочков сердца. Продолжительность сердечных сокращений и интервал между ними характеризуют два основных свойства сердечной мышцы: возбудимость и проводимость. При разрушении спинного мозга рефлексы не реализуются. 85 •Задание. Овладеть методикой кардиографии. Записать и проанализировать кардиограммы у лягушки при рефлексах с желудка и кишечника. Необходимо для работы: препаровальный набор, физиологический раствор, марлевая салфетка, установка для графической регистрации сокращений сердца, серфин. Методика выполнения работы Подготовка приборов к работе 1. Включить блок питания фотопреобразователя. Должна загореться сигнальная лампочка. 2. Включить самописец. Загорается сигнальная лампочка. 3. Добиться оптимального усиления сигнала с фотопреобразователя: амплитуда движений рычажка в 0,5 см должна вызывать отклонение пера самописца на всю ширину бумажной ленты. Отрегулировать усиление ручкой "усиление". Ручкой "уст.0" установить перо на середину бумажной ленты. Приборы готовы к работе. Приготовление препарата Приготовить среднемозговой препарат. Для этого лягушку завернуть в салфетку, браншу ножниц ввести в ротовую полость и отсечь верхнюю челюсть позади глазных яблок. Средний, продолговатый и спинной мозг не разрушать. Порядок работы Среднемозговой препарат лягушки зафиксировать булавками на препаровальной доске брюшком кверху. Вскрыть грудо-брюшную полость и провести графическую регистрацию сокращений сердца. Для этого к подготовленному фотопреобразователю подсоединить серфинкой верхушку сердца и, отрегулировав перемещением по штативу натяжение нити, записать кардиограмму на скорости 2,5 мм/сек. Не останавливая самописец и не прекращая регистрации, захватить пинцетом желудок и слегка оттянуть в сторону. Записать изменения сердечной деятельности и ее восстановление после прекращения раздражения. Провести аналогичный эксперимент с петлей толстой кишки. Опыты повторить после разрушения зондом головного, а затем спинного мозга. Выключить прибор после окончания записи. 86 Анализ кардиограммы Анализ кардиограммы включает определение частоты сердечного ритма (сердечных сокращений) и ритмичности (по интервалам времени между сокращениями). Длительность сокращений сердца подсчитать по продолжительности зубцов, частоту сокращений - по количеству зубцов в минуту, ритмичность - по интервалам времени между вершинами зубцов (сравнить одноименные точки, например точки максимального отклонения пера самописца). Кроме того, рассчитать систолический показатель. Это отношение длительности систолы (в мм) к длительности всего сердечного цикла (включая паузу), выраженное в процентах. Сравнить все показатели в контроле и после опыта Гольца. Сделать выводы. Ответить на вопросы: 1. Какие изменения сердечной деятельности наблюдаются в ходе опыта Гольца? 2. Проанализировать рефлекторную дугу вагального сердечного рефлекса с желудка. 3. Проанализировать рефлекторную дугу вагального сердечного рефлекса с кишечника. 4. Что такое систолический показатель? 5. Каковы продолжительность сердечного цикла и систолический показатель у лягушки? Дополнительная литература 1. Учебное пособие по физиологии сердца / Под ред. М.Г. Удельнова, Г.Е. Самониной. М., 1986. 2. Коробков А.В., Чеснокова С.А. Атлас по нормальной физиологии. М., 1986. Разд. 2. 3. Основы физиологии / Под ред. П. Стерки. М., 1984. Гл. 15. 4. Ганелина И.В. Интероцептивные влияния с желудочно-кишечного тракта на сердце. М., 1963. 5. Булыгин И.Д. Афферентное звено интероцептивных рефлексов. Минск, 1971. Работа 37. Изменение возбудимости сердца при возбуждении. Экстрасистола и компенсаторная пауза Потенциал действия клетки желудочка сердца млекопитающих по длительности отличается от потенциала действия скелетной мышцы. Это различие играет важную роль в деятельности сердца: в момент раз87 вития потенциала действия возбудимая ткань становится невосприимчивой к влиянию последующих раздражений. Возбудимость миокарда восстанавливается только после прекращения сокращения. •Задание. С помощью электростимулятора наносить раздражения на сердце лягушки и зарегистрировать экстрасистолы в разные фазы сердечного цикла. Необходимо для работы: электростимулятор с выносной кнопкой, раздражающие электроды, фотопреобразователь с блоком пита-ния, препаровальный набор, самописец, лягушка. Методика выполнения работы Ознакомиться с приборами и оборудованием. Собрать установку для регистрации сердечных сокращений. Обездвижить лягушку разрушением центральной нервной системы. Закрепить лягушку на препаровальной доске брюшком кверху. Захватить пинцетом кожу на середине брюшка и подсечь ее ножницами. В отверстие ввести браншу ножниц и произвести разрезы, идущие от середины брюшка к плечевым суставам, а затем по краю нижней челюсти - к ее середине. Кожный лоскут срезать, вымыть инструменты и руки для предотвращения попадания кожного секрета на сердечную ткань. Пинцетом приподнять мечевидный отросток грудины, непосредственно у нижнего края его сделать небольшой поперечный надрез. При этом не следует повреждать переднюю брюшную вену, которая идет снизу по средней линии и несколько ниже мечевидного отростка уходит вглубь к печени. Ввести в разрез браншу ножниц и рассечь справа и слева плечевой пояс. Кожномышечный лоскут приподнять и срезать. Под ним откроется лежащее в перикарде и сокращающееся сердце. Осторожно приподняв пинцетом перикард, рассечь его в продольном направлении, обнажая сердце. Верхушку сердца захватить серфинкой, соединенной с рычажком фотопреобразователя. Наладить графическую регистрацию сердечных сокращений. С помощью выносной кнопки электростимулятора и раздражающих электродов нанести на желудочек сердца раздражение, используя следующие параметры тока: длительность стимула - 5 мс, амплитуда (напряжение) - 5 V. Для этого приложить к желудочку сердца кончики электродов и в тот момент, когда желудочек только начнет расслабляться, нажать на выносную кнопку. Если опыт проведен правильно, то на ленте самописца зарегистрируется добавочная систола - экстрасистола. Пауза за ней будет продолжительней обычной - компенсаторная пауза. 88 Нанести раздражения в разные фазы сердечного цикла - в начале систолы, во время паузы и т.д. В какие моменты будет появляться экстрасистола, какова ее амплитуда на разных стадиях диастолы? Объяснить причину появления компенсаторной паузы. Сделать выводы об изменении возбудимости сердечной мышцы в различные фазы ее деятельности. Дополнительная литература 1. Учебное пособие по физиологии сердца / Под ред. М.Г. Удельнова, Г.Е. Самониной. М., 1986. 2. Физиология кровообращения. Физиология сердца (Руководство по физиологии). Л., 1980. Работа 38. Прижизненная микроскопия сердца (препарат по М. Граменицкому) Предлагаемая методика позволяет рассматривать и изучать микроархитектонику сокращающегося органа, особенности проведения возбуждения в нем, особенности иннервации и регуляции отделов сердца за счет прижизненного окрашивания его структур. Известно, что возбуждение возникает в специфических структурах миокарда, составляющих водитель ритма сердца, или пейсмекер. Пейсмекерная область имеет относительно небольшие размеры и строгую локализацию. В сердце лягушки водитель ритма расположен в венозном синусе. От пейсмекера возбуждение распространяется к миокардиальным структурам предсердий и желудочков, которые вовлекаются в процесс возбуждения в строго определенной последовательности. •Задание. Овладеть методикой приготовления препарата развернутого сердца по М. Граменицкому. Продемонстрировать с помощью бинокулярного микроскопа сокращение разных отделов миокарда. Необходимо для работы: лягушка, препаровальный набор, лигатуры, бинокулярный микроскоп, 0,1%-ный раствор метиленовой сини в рингеровском растворе, физиологический раствор, пипетка, инсулиновый шприц с иглой, марлевые салфетки, чашка Петри с резиновым кольцом внутри, электрокардиограф, фитильковые электроды, термод. 89 Методика выполнения работы Подготовка прибора к работе 1. Переключатель ЭКГ установить в положение "0". 2. Включить тумблер "сеть", должна загореться сигнальная лампочка. 3. Регулятором "смещение пера" установить перо на середину бумажной ленты. 4. Ручкой усиление установить чувствительность: 1 мв вызывает отклонение пера на 10 мм. 5. Установить скорость движения ленты 25 мм/сек. Приготовление препарата и порядок работы У лягушки с разрушенной ЦНС обнажить сердце, на его верхушку наложить лигатуру. Затем в последовательном порядке перевязать и перерезать общий ствол аорты, заднюю полую вену (как можно ближе к печени), правую и левую полые вены (на уровне корней легких) и корни обоих легких, где проходят правая и левая легочные вены. Длинные концы лигатур (6-10 см) оставить неотрезанными. Окрасить сердце введением в его полости 0,1%-ного раствора метиленовой сини, приготовленного на растворе Рингера. Наблюдать за появлением окрашенных нервных волоконец и отдельных нервных клеток. Затем появляется окраска мышц, перегородки, стенки предсердий. Обратить внимание на последовательность сокращений отделов сердца. Наладить регистрацию ЭКГ сердца с помощью фитильковых электродов, один из которых расположить на области венозного синуса, а другой - на желудочке (использовать I-II или III стандартные отведения). Включить в сеть трансформатор термода и, прикладывая кончик его к различным участкам миокарда желудочка, предсердий и венозного синуса, найти область согреваний, которая при согревании вызывает наиболее выраженное увеличение частоты сердцебиений. Это область локализации водителя ритма. После этого сделать надрез задней стенки желудочка, сердце промыть раствором Рингера, вырезать и укрепить для прижизненной микроскопии. Для этого сердце поместить в центр чашки Петри, концы семи лигатур ввести в прорези резинового кольца и, подтягивая концы, отрегулировать положение сердца. Сердце смочить раствором Рингера, поместить под бинокуляр (увеличение 6х2) и рассмотреть работу всех его отделов. 90 Выключение приборов 1. Остановить движение ленты электрокардиографа ручкой "запись". 2. Нажать кнопку "успокоение" и установить переключатель отведений в положение "0". 3. Поставить тумблер "сеть" в положение "выкл.". 4. Выключить питание термода. Анализ ЭКГ. Найти запись, где зафиксировано максимальное увеличение ритма. Это происходит при раздражении термодом области водителя ритма. В протоколе сделать рисунок препарата развернутого сердца, отметить на нем область водителя ритма. Сделать выводы. Ответить на вопросы: 1. Какова последовательность сокращений отделов сердца лягушки? 2. Где находится пейсмекер сердца? Что это такое? 3. Назовите проводящую систему сердца. 4. Как устроен термод? 5. Что наблюдают после разреза задней стенки желудочка сердца? Дополнительная литература 1. Материалы по экспериментальной клинической электрокардиографии: Сборник / Под ред. В.П. Виноградова. М., 1953. С. 114. 2. Удельнов М.Г. Физиология сердца. М., 1975. 3. Руководство к практическим занятиям по физиологии / Под ред. Г.И. Косицкого, В.А. Полянцева. М., 1988. 4. Коробков А.В., Чеснокова С.А. Атлас по нормальной физиологии. М., 1986. Разд. 2. 5. Учебное пособие по физиологии сердца / Под ред. М.Г. Удельнова, Г.Е. Самониной. М., 1986. 6. Физиология кровообращения. Физиология сердца (Руководство по физиологии). Л., 1980. С. 92-113. Работа 39. Баллистокардиография Баллистокардиография (БКГ) - регистрация малых смещений тела человека, обусловленных сердечными сокращениями и движением крови в крупных сосудах. Этот метод позволяет исследовать сократительную функцию миокарда, в том числе силу и координированность сердечного сокращения, объем и скорость систолического изгнания 91 крови, заполнение кровью полостей сердца во время диастолы, гемодинамическую функцию сердца, а также реакцию его на дозированную физическую нагрузку. Основоположник метода БКГ - известный физиолог и клиницист Старр провел почти 20-летние наблюдения за состоянием более 200 пациентов, подтвердившие важное значение БКГ в диагностике различных заболеваний сердца, а также для прогноза состояния его сократительной функции и компенсаторных возможностей. •Задание. Освоить методику баллистокардиографии. Провести анализ зубцов баллистокардиограммы. Необходимо для работы: баллистокардиографическая приставка, электрокардиограф, жесткая кушетка, 10%-ный раствор NaCl, марлевые салфетки. Методика выполнения работы Различают три группы волн БКГ: пресистолические, систолические и диастолические. Приставка Е.Б. Баевского является электромеханическим датчиком, который преобразует продольные перемещения тела в электрическое напряжение. Датчик состоит из основной и верхней плиты, соединенных между собой специальными пружинами. К верхней плите крепится постоянный магнит, а к нижней - катушка. При движении верхней плиты, воспринимающей движения тела, в катушке наводится ЭДС, которая усиливается и регистрируется в виде БКГ. Усиление и регистрация БКГ проводится с помощью электрокардиографа. Техника записи БКГ 1. Испытуемого уложить на кушетку. 2. Установить под ноги датчик так, чтобы нижние части голеней лежали на верхней плите датчика в соответствующих выемках. 3. Наложить электроды для записи ЭКГ во II стандартном отведении. 4. Подключить провода грудных отведений электрокардиографа, поставить переключатель отведений на втором канале электрокардиографа в отведение "II". 5. К клеммам "выход" (гнезда Г7- Г8) подключить провода электрокардиографа с красным и желтым штекерами, переключатель отведений первого канала ЭКГ поставить в положение I отведения. 6. Установить необходимую чувствительность датчика путем переключения первого белого шнура. При включении его в гнездо Г1 уста92 навливается максимальная чувствительность датчика. При включении в гнездо Г2, Г3 чувствительность уменьшается в 5 и 10 раз соответственно. 7. Второй белый шнур установить в гнездо "БКГ". 8. Откалибровать электрокардиограф. 9. Произвести синхронную запись ЭГК и БГК (не менее 10 циклов). Синхронно зарегистрировать БКГ и ЭКГ. Дать сравнительный анализ БКГ на вдохе и выдохе. Сделать выводы. Дополнительная литература 1. Практикум по нормальной физиологии / Под ред. Н.А. Агаджаняна, А.В. Коробкова. М., 1983. С. 66-68. 2. Практикум по физиологии / Под ред. К.М. Кулланды. М., 1970. С. 67-69. 3. Док В., Вильям Д. и др. Баллистокардиография. М., 1956. 4. Физиология кровообращения. Физиология сердца (Руководство по физиологии). Л., 1980. 5. Сабуров Г.Е. Атлас учебных кимограмм. Ярославль, 1973. Работа 40. Влияние нервной системы на кровообращение в плавательной перепонке лапки лягушки Регуляция кровообращения осуществляется в организме животных нейрогуморальным путем. Импульсы, постоянно поступающие по симпатическим нервным волокнам к сосудам, вызывают повышение их тонуса и сужение просвета. Уменьшение количества импульсов или их прекращение приводит к снижению тонуса сосудов и расширению их просвета. При сужении сосудов скорость движения крови увеличивается, а при расширении - уменьшается. •Задание. Изучить эффекты раздражения и перерезки седалищного нерва, в составе которого к сосудам задней лапки лягушки проходят симпатические волокна. Необходимо для работы: электрический стимулятор ЭСЛ-2, раздражающие электроды, микроскоп, препаровальная доска с отверстием и пробками, препароваль-ный набор, лягушка. Методика выполнения работы Подготовка приборов 93 Включить в сеть шнур питания стимулятора. Установить нужные параметры раздражения с помощью соответствующих ручек и переключателей, расположенных на передней панели прибора: "род работы" - "внутр.", "частота" - 30-60 Гц (имп./сек.), "длительность" - 0,5-1 мс., "амплитуда" - подбирается в процессе опыта. К клеммам "вход" подключить раздражающие электроды. Проверить заземление прибора. Перевести тумблер "сеть" в верхнее положение, при этом загорится сигнальная лампочка. Прибор готов к работе. Приготовление препарата Работу проводят на спинальном препарате. Завернув лягушку в марлевую салфетку, удалить головной мозг методом декапитации. Для этого под заднюю часть верхней челюсти как можно дальше подвести браншу ножниц, при этом другую браншу расположить снаружи над верхней челюстью. Быстрым движением отсечь верхнюю часть головы (верхнюю челюсть) на уровне большого затылочного отверстия. Нижнюю челюсть удалять не надо. Полученный препарат с сохраненным спинным мозгом называют спинальным. Спинальную лягушку поместить на препаровальную доску спиной вверх. Передние конечности и одну из задних зафиксировать на пробках с помощью булавок. Булавки необходимо вкалывать в направлении, противоположном движению конечности: иначе лапки скользят по булавке и фиксация не обеспечивается. Плавательную перепонку между 3 и 4-м пальцами лапки свободной задней конечности слегка растянуть так, чтобы на перепонке не было складок. С помощью узких полосок клейкой ленты (2-3 мм) прикрепить кончики пальцев к препаровальной доске. Использовать для этой цели булавки нежелательно, так как это может сильно изменить реактивность и гемодинамику сосудов. Для фиксации можно также к кончикам пальцев привязать, не перетягивая сильно, нитки, вторые концы которых прикрепить к булавкам, вколотым в пробку. Необходимо периодически смачивать лапку водой, чтобы предупредить подсыхание перепонки и сделать кровеносные сосуды хорошо видимыми во время длительного опыта. На бедре сделать поверхностный продольный разрез и снять лоскут кожи. С помощью стеклянных крючков раздвинуть мышцы, в глубине виден седалищный нерв. Аккуратно, не растягивая, отпрепарировать его, используя только стеклянные крючки. Подвести (но не завязывать) под нерв лигатуру как можно дистальнее от коленного сустава. Снова "утопить" нерв в мышцах, чтобы он не подсыхал. 94 Порядок работы Поместить препаровальную доску с лягушкой под микроскоп так, чтобы в поле зрения находилась растянутая плавательная перепонка. Рассмотреть сначала на малом увеличении артериолы и венулы, а затем на большом - капилляры. Проследить движение и направление тока крови в сосудах разных типов. Сравнить скорость течения крови в этих сосудах и отметить пульсацию артерий. При помощи окулярмикрометра измерить диаметр выбранных сосудов через определенные промежутки времени (через 10-15 сек.). Установить исходный просвет сосудов. По окончании опыта по цифровым данным вычертить кривую, показывающую самостоятельные сокращения этого сосуда. Седалищный нерв перевязать подведенной под него лигатурой (концы лигатуры не обрезать) и перерезать нерв выше места перевязки. Возобновить наблюдение за сосудами перепонки лапки. Отметить изменение просвета сосудов и скорости движения крови в них. Подвести под нерв электроды, осторожно приподнимая за нитку периферический конец перевязанного нерва. Раздражать нерв электрическим током. При этом отметить, что вновь изменяются просвет сосудов и скорость тока крови. Подсчитать латентный период: время от начала раздражения до изменения скорости кровотока, а также время от конца раздражения до восстановления первоначальной скорости. Зарисовать, описать и проанализировать наблюдаемые явления. Сделать выводы. Дополнительная литература 1. Гуминский А.А. и др. Руководство к лабораторным занятиям по общей и возрастной физиологии. М., 1990. С. 183-185. 2. Физиология системы крови / Под ред. В.Н. Черниговского. Л., 1968. ФИЗИОЛОГИЯ ДЫХАНИЯ Работа 41. Диффузия углекислого газа через легкие Обмен газов в легких заключается в диффузии кислорода из альвеолярного воздуха в кровь и углекислого газа из крови в воздух через стенки легочных альвеол и капилляров. Это можно наблюдать в эксперименте, используя аппарат Дондерса и легкие лягушки. 95 •Задание. Овладеть методикой приготовления препарата изолированных легких лягушки. Продемонстрировать диффузию углекислого газа через легкие. Необходимо для работы: аппарат Дондерса, лягушка, препаровальный набор, пробковая пластинка, зажим, канюля с резиновой трубкой, аппарат Киппа, известковая или баритовая вода. Методика выполнения работы Установка для проведения опыта показана на рис. 5. Рис. 5. Установка для наблюдения диффузии углекислого газа через альвеолы Приготовить препарат легких лягушки следующим образом: разрушив головной и спинной мозг лягушки, прикрепить ее к пробковой пластинке брюшком вверх. Захватив пинцетом нижнюю челюсть, раскрыть рот лягушки. Края нижней челюсти надрезать. Оттягивая челюсть, найти голосовую щель. Надрезать ткани по обе стороны голосовой щели и расположить вокруг нее петлю лигатуры. Ввести канюлю в голосовую щель и закрепить ее в трахее, плотно завязав лигатурой. Слегка раздув легкие через канюлю, наложить на резиновую 96 трубку зажим. Вскрыть грудную полость, отпрепарировать и извлечь легкие, осторожно отделив их от окружающих тканей. Укрепить препарат легких в пробке аппарата Дондерса (Б). Одну из боковых отводных трубок соединить с аппаратом Киппа (А) или другим источником углекислого газа, на другую надеть резиновую трубку и опустить ее в стакан (пробирку) с баритовой водой (В). Выпускной кран или зажимы аппарата Киппа держать закрытыми. Открыть кран аппарата Киппа и медленно пропускать углекислый газ через аппарат Дондерса. О заполнении углекислым газом пространства вокруг легких свидетельствует помутнение баритовой воды в стакане (пробирке), куда опущена отводная трубка из аппарата Дондерса. В легких же находится атмосферный воздух с небольшим содержанием углекислого газа. Поэтому углекислый газ из полости аппарата Дондерса, где его парциальное давление велико, диффундирует внутрь легких, где оно значительно меньше. Поскольку оттока газов из легких в данном случае не происходит (на резиновый шланг канюли, выходящей из легких, наложен зажим), легкие постепенно увеличиваются в объеме и в конечном итоге могут лопнуть. По результатам работы сделать выводы. Разобрать механизм диффузии газов в легких. Дополнительная литература 1. Гуминский А.А. и др. Руководство к лабораторным занятиям по общей и возрастной физиологии. М., 1990. С. 192. 2. Дворецкий Д.П., Ткаченко Б.И. Гемодинамика в легких. М., 1987. 3. Уэст Дж. Физиология дыхания. Основы. М., 1988. 4. Физиология дыхания (Руководство по физиологии). Л., 1973. 5. Сабуров Г.Е. Сравнительная физиология органов внешнего газообмена. Ярославль, 1982. Работа 42. Влияние температуры на потребление рыбами кислорода Жизнедеятельность любого организма связана с энергозатратами, с основным и общим обменом веществ. При этом происходит ферментативное расщепление на клеточном уровне макроэргом и АТФ. Восстановление богатых энергией веществ в организме завершается биологическим окислением, причем наиболее эффективен аэробный путь. Именно по нему идет восстановление запасов энергии в обычных условиях, когда кислород поступает в организм в достаточном количе97 стве. Таким образом, уровень потребления кислорода отражает интенсивность обменных процессов в организме. С повышением температуры интенсивность обменных процессов выше, как и величина поглощения кислорода. •Задание. Овладеть методикой работы кислородомером КЛ-115. Записать величину потребления рыбами кислорода при различных температурах. Необходимо для работы: кислородомер КЛ-115 с паспортом и таблицами содержания кислорода в воде в зависимости от температуры и атмосферного давления, термометр с ценой деления 0,50С, барометр со шкалой в кПа, камера для эксперимента с герметически закрываю-щейся крышкой и отверстиями для датчика кислородомера, две емкости с отстоянной водой, в каждой емкости по 2-3 карпа (карася) длиной 5-8 см (рыбы должны быть адаптированы в течение не менее 3-х суток к температурам 200С и 100С (условия верхней полки холодильной камеры), весы лабораторные, стакан на 250 мл с отстоянной водой и стакан на 250 мл с дистиллированной водой, стакан на 250 мл с дистиллированной водой, в котором находится рассекатель воздуха микрокомпрессора, стакан на 250 мл с раствором сульфата натрия в концентрации 80 мг/л, секундомер. Методика выполнения работы Подготовка прибора к работе 1. Поместить измерительный электрод в стакан с раствором сульфата натрия на глубину не менее 75 мм. Тумблером "сеть" включить перемешивающее устройство. 2. Включить прибор тумблером "сеть". 3. Нажать кнопки "мг/л" и "50/20" на лицевой панели. 4. Вращая ручку "уст. 0", выставить на табло цифры в диапазоне от "0,00" до "0,02". 98 5. Выключить мешалку, заменить стакан с сульфатом натрия стаканом с дистиллированной водой и, включив вновь мешалку, промыть электрод в течение 5 минут. 6. Как описано выше, заменить воду вокруг электрода на аэрированную. 7. Вращая ручку "мг/л", установить на табло цифровое значение концентрации растворенного в воде кислорода при данной температуре и атмосферном давлении: A = C P/101,3, где A - значение растворенного в воде кислорода, P - атм. давление в кПа, С - концентрация кислорода, растворенного в дистиллированной воде при данной температуре и атмосферном давлении 101,3 кПа. Аэратор дистиллированной воды продолжает работать и при настройке! Порядок работы 1. Налить в аквариум отстоянную водопроводную воду и замерить в ней уровень содержания кислорода (крышку закрыть герметично). 2. Поместить в воду рыб из емкости с температурой 200С. 3. При герметически закрытой крышке аквариума замерять изменение содержания кислорода в воде каждую минуту в течение 8 минут (первые 4-5 минут прибор имеет высокую погрешность). 4. Определить вес рыбы, взвесив стакан с водой и рыбой и стакан с водой без рыбы. 5. Рассчитать удельное потребление кислорода рыбами на единицу массы каждую минуту. Данные занести в таблицу. 6. Повторить эксперименты с водой, имеющей температуру 100С, и рыбой, адаптированной к этой температуре. Данные занести в таблицу. По окончании эксперимента выключить приборы. Анализ результатов Согласно закону Вант-Гоффа-Аррениуса при повышении (понижении) температуры на 100С происходит повышение (понижение) скорости химических реакций, т.е. потребления кислорода в 2-3 раза. Проанализировать полученные результаты. (Можно провести эксперимент с несколькими видами рыб и отметить особенности выполнения закона для каждого из видов.) Сделать выводы. 99 Ответить на вопросы: 1. От каких абиотических факторов зависит содержание кислорода в воде? 2. Зависит ли потребление кислорода от вида рыб, их массы и размеров тела? 3. Сформулировать закон Вант-Гоффа-Аррениуса. 4. От чего зависит погрешность полученных результатов? Оценить ее максимальное значение. 5. Что отражает уровень потребления кислорода? 6. Какие животные называются эктотермными? пойкилотермными? Дополнительная литература 1. Сравнительная физиология животных / Под ред. Л. Проссера. М., 1977. Т. 1, гл. 5. 2. Држевецкая И.А. Основы физиологии обмена веществ и эндокринной системы. М., 1977. Гл. 1. 3. Эккерт Р., Рэнделл Д., Огастин Дж. Физиология животных: механизмы и адаптация. М., 1991. Т. 2, гл. 14. 4. Грин Н., Стаут У., Тейлор Д. Биология / Под ред. Р. Сопера. М., 1990. Т. 2, гл. 11. 5. Исаакян Л.А. Метаболическая структура температурных адаптаций. Л., 1972. Работа 43. Биомеханика дыхания Биомеханика дыхания является той частью физиологии дыхания, которая описывает и изучает связи между работой дыхательной мускулатуры, давлением в плевральной полости, объемом легких и движением воздуха, выясняет физическую сущность и физиологические механизмы, происходящие при этом процессе, и их количественные закономерности. Вентиляцией легких - регулярными ритмическими сокращениями дыхательной мускулатуры - управляет дыхательный центр, эфферентация которого зависит от газового состава и кислотно-щелочного равновесия артериальной крови и модулируется хеморецепторами синокаротидной зоны и дуги аорты. При физической работе возрастает потребность организма в кислороде, объем вентиляции легких увеличивается пропорционально мощности работы, в соответствии с нейрогенными стимулами от проприорецеп-торов работающих мышц. Поэтому систему дыхания человека можно рассматривать как висцеральную, с автономными механизмами регулирования. Однако дыхательные мышцы человека участвуют в речевой и в локомоторной, познотонической функциях. Поэтому систему дыхания че- 100 ловека можно рассматривать как соматическую с механизмами произвольного контроля. •Задание. Собрать установку, моделирующую движение ребер. Изучить кинематическую схему движения ребер. Необходимо для работы: установка, моделирующая движение ребер. Методика выполнения работ Начертить схему управления легочной вентиляцией, связанной с функцией хеморецепторов и механорецепторов органов дыхания. Обозначить прямые и обратные связи. Проанализировать реализацию вдоха, выдоха, изменение частоты и глубины дыхания. Начертить схему кинематической модели движения ребер. Указать, какие мышцы работают при спокойном вдохе и спокойном выдохе, при форсированном вдохе и форсированном выдохе. При вдохе и выдохе проанализировать направление внешних сил, которые действуют на ребра. После анализа теоретического материала сделать соответствующие выводы. Ответить на вопросы: 1. Какие функции выполняет дыхательный центр? 2. Назвать афферентные и эфферентные звенья дыхательного центра. 3. Какова продолжительность вдоха и выдоха? 4. Полностью ли соответствует собранная вами установка деятельности дыхательных мышц? 5. Какое давление в плевральной полости в разные фазы акта дыхания? 6. На изменение каких параметров спинномозговой жидкости реагируют хеморецепторы? 7. Что такое спирометрия? Назвать ее основные параметры. Дополнительная литература 1. Коробков А.В., Чеснокова С.А. Атлас по нормальной физиологии. М., 1986. Гл. 4. 2. Практикум по физиологии / Под ред. К.М. Кулланды. М., 1970. Гл. 5. 3. Основы физиологии человека / Под ред. Б.И. Ткаченко: В 2 т. Спб., 1994. Т. 1, гл. 8. 101 ФИЗИОЛОГИЯ ПИЩЕВАРЕНИЯ Работа 44. Влияние ацетилхолина и адреналина на сокращение желудка лягушки Гладкая мускулатура желудочно-кишечного тракта обладает ритмической автоматией, которая лежит в основе его постоянной двигательной активности, обеспечивающей продвижение пищевых веществ по всему пищеварительному тракту. В движениях пищевода и желудка лягушки проявляются все общие свойства гладкой мускулатуры: медленное протекание, ритмичность, червеобразный и тонический характер сокращений. Двигательная активность желудочно-кишечного тракта изменяется под влиянием различных нервных и гуморальных факторов. •Задание. Записать на самописце сокращения желудка лягушки в растворе Рингера для холоднокровных, а также под действием ацетилхолина и адреналина. Необходимо для работы: препаровальный набор, нитки, шприц на 1 мл, универсальный штатив, стаканчик со сливной трубкой, фотопреобразователь с блоком питания, самописец Н338, раствор Рингера для холоднокровных, растворы ацетилхолина и адреналина (10-7 - 10-8 мг/л). Методика выполнения работы У лягушки с помощью зонда разрушить головной и спинной мозг. Приколоть ее к пробковой пластинке брюшком кверху. Вскрыть брюшную полость, разрезав кожу и брюшные мышцы от симфиза до края нижней челюсти. Вырезать желудок, осторожно стеклянной палочкой удалить его содержимое и прикрепить желудок одним концом к крючку в стакане со сливным шлангом, другим - к крючку, идущему от рычажка фотопреобразователя. В стаканчик налить раствор Рингера так, чтобы желудок полностью находился в растворе. Желудок должен быть слегка натянут для поддержания нормального тонуса мышц. Затем настроить самописец на самую малую скорость движения ленты, включить прибор и записать сокращения желудка (в начале опыта сокращений может и не быть: они появятся через 10 - 15 минут) в контроле (т.е. в растворе Рингера) и при действии на него ацетилхолина и 102 адреналина. Для этого набрать в шприц 0,1 - 0,2 мл раствора ацетилхолина (концентрация 10-7 - 10-8 мг/л) и непосредственно оросить им желудок, находящийся в растворе Рингера. Записать сокращения желудка на самописце. Далее отмыть желудок раствором Рингера несколько раз, сливая раствор с помощью сливного шланга. Снова наполнить стаканчик свежим раствором Рингера и подействовать на желудок 0,1 - 0,2 мл раствора адреналина (концентрация 10-7 - 10-8 мг/л). Сделать запись сокращений на самописце. Проанализировать запись сокращений желудка лягушки в растворе Рингера и при действии ацетилхолина и адреналина. Сделать выводы. Дополнительная литература 1. Амвросьев А.П. Адренергическая и холинергическая иннервация органов пищеварительной системы. Минск, 1977. 2. Сабуров Г.Е. и др. Сравнительная физиология пищеварения. Ярославль, 1984. 3. Эккерт Р., Рэнделл Д., Огастин Дж. Физиология животных: механизмы и адаптация: Пер. с англ. М., 1991. Т. 2. Работа 45. Исследование пищеварительной роли желчи (действие желчи на жиры) Важным фактором интенсификации процесса пищеварения в полости двенадцатиперстной кишки является образование в печени и поступление в полость кишки желчи. •Задание. Исследовать роль желчи в эмульгировании жиров. Определить значение желчи в пищеварительном процессе. Разобрать механизм действия желчи на жиры. Необходимо для работы: штатив с пробирками, две стеклянные воронки, мензурка, желчь, жидкий растительный жир, 0,5%-ный раствор бикарбоната натрия, фильтровальная бумага, стеклограф. Методика выполнения работы 1. Приготовить 3 пронумерованные пробирки. В 1-ю пробирку налить 3 мл дистиллированной воды и несколько капель желчи, во 2-ю пробирку - 3 мл 0,5%-ного раствора бикарбоната натрия, в 3-ю пробирку - 3 мл дистиллированной воды. Во все пробирки добавить по 7 капель жира. 103 Содержимое пробирок взболтать и поставить в штатив. Сравнить стойкость эмульсии, образовавшейся в пробирках. 2. Изучить влияние желчи на фильтрацию жира. Для этого вложить фильтры в воронки и смочить один водой, другой - желчью. В обе воронки налить по 10 мл растительного масла. Через 45 мин. определить количество профильтровавшегося жира в обеих пробирках. На основании полученных результатов объяснить влияние желчи на жиры. Сделать выводы. Дополнительная литература 1. Гуминский А.А. и др. Руководство к лабораторным занятиям по общей и возрастной физиологии: Учебн. пособие. М., 1990. С. 226. 2. Сабуров Г.Е. и др. Сравнительная физиология пищеварения. Ярославль, 1984. 3. Павлов И.П. Лекции по работе главных пищеварительных желез // Полн. собр. соч. М.; Л., 1951. Т. 2, кн. 2. Работа 46. Ферментативные свойства слюны Основные пищевые вещества подвергаются в организме гидролитическому расщеплению с помощью пищеварительных ферментов, входящих в состав секретов пищеварительных желез. Переработка пищи начинается уже в полости рта с помощью ферментов, входящих в состав слюны. В сутки человек выделяет порядка 1,5 л слюны. Ее состав и количество зависят от состава пищи. По строению и составу слюнные железы делят на слизистые, серозные и смешанные. Переваривание пищи в полости рта обеспечивают амилазы, мальтазы и другие ферменты. Они же продолжают действовать некоторое время после попадания пищевого комка в желудок. •Задание. Изучить ферментативную активность слюны человека. Необходимо для работы: водяная баня, спиртовка, штатив с пробирками, пипетки, 1%-ный раствор вареного крахмала, 1%-ный раствор сырого крахмала, 5%-ный спиртовой раствор йода, раствор Люголя, раствор Фелинга, раствор уксусной кислоты, 0,5%-ный раствор соляной кислоты, стеклограф, лакмусовая бумага, фильтровальная бумага, воронка, слюна человека, 10%-ный раствор едкого 104 натрия, 1%-ный раствор медного купороса, спички. Методика выполнения работы Вначале следует собрать в пробирку слюну и отфильтровать ее. 1. Проба на наличие муцина. В пробирку налить 2 мл слюны и добавить несколько капель разбавленной уксусной кислоты. При этом слюна мутнеет, теряет вязкость. Сделать вывод. 2. Ферментативная активность слюны В каждую из 5-ти пронумерованных пробирок налить по 1 мл слюны. Затем в 1-ю пробирку добавить 3 мл вареного крахмала. Содержимое 2-й пробирки прокипятить на спиртовке и добавить 3 мл вареного крахмала, в 3-ю пробирку добавить 0,5 мл 0,5%-ного раствора соляной кислоты и 3 мл вареного крахмала, в 4-ю пробирку добавить 3 мл сырого крахмала, в 5-ю пробирку - 3 мл вареного крахмала. Затем первые 4 пробирки выдержать 30 минут в водяной бане при температуре 380С, а 5-ю пробирку - поместить на верхнюю полку холодильника. Затем содержимое всех пробирок поделить на две части, чтобы исследовать на присутствие крахмала и сахаров. а) проба на крахмал. В каждую из 5-ти пробирок добавить по 3 капли раствора Люголя. Синее окрашивание содержимого указывает на наличие крахмала; б) проба на сахар. В оставшиеся 5 пробирок добавить по 1 мл свежеприготовленного раствора Фелинга и нагреть на спиртовке до кипения. Изменение окраски из синей в красно-бурую (что указывает на выпадение Cu2О) происходит только в присутствии сахара. Представить полученные данные в виде таблицы и проанализировать их. Содержимое пробирки 1 2 3 4 5 Наличие крахмала Наличие сахара Слюна, вареный крахмал Прокипяченая слюна, вареный крахмал Слюна, соляная кислота, вареный крахмал Слюна, сырой крахмал Слюна, вареный крахмал (охлажд.) Сделать вывод. 105 3. Фазы переваривающего действия слюны К 3 мл 1%-ного раствора вареного крахмала добавить 2 капли 5%ного спиртового раствора йода. После появления синего окрашивания поставить пробирку в водяную баню при 380С на 20 минут, затем добавить 1 мл слюны. Через 30 минут синий цвет содержимого перейдет в красный. С содержимым пробирки проделать пробу Троммера на сахар: добавить 3 мл 10%-ного раствора едкого натрия и 1 мл 1%-ного раствора медного купороса, нагреть на спиртовке. Побурение раствора и выпадение красного осадка оксида меди доказывает присутствие в пробе только мальтозы и глюкозы. Начертить схему гидролиза в данном опыте. Сделать выводы. Ответить на вопросы: 1. Сколько времени находится пища в полости рта? 2. Выводные протоки каких слюнных желез впадают в полость рта? Сколько их? 3. Обладает ли слюна бактерицидными свойствами? Почему? 4. От чего зависит состав и количество слюны? 5. Каков механизм слюноотделения? 6. Какие нервы иннервируют слюнные железы? 7. Назовите скорость секреции слюны? 8. Какие ферменты найдены в слюне? Дополнительная литература 1. Большой практикум по физиологии человека и животных / Под ред. Л.Л. Васильева и И.А.Ветюкова. М., 1954. С. 199. 2. Павлов И.П. Лекции по работе главных пищеварительных желез // Полн. собр. соч. М.; Л., 1951. Т. 2, кн. 2. С. 45-90. 3. Полтырев С.С., Курцын И.Т. Физиология пищеварения. М., 1980. С. 36. 4. Филиппович Ю.Б. Основы биохимии. М., 1985. С. 323. 5. Основы биохимии / Под ред. А.А. Анисимова. М., 1986. С. 353. Работа 47. Пищеварительное действие сока поджелудочной железы Поджелудочная железа - важнейший орган пищеварительной системы. В экзокринной части поджелудочной железы вырабатываются ферменты, участвующие в расщеплении основных групп питательных веществ. Механизм секреции поджелудочного сока включает два процесса: синтез и секрецию ферментов и секрецию жидкой части подже106 лудочного сока. Секреторная функция поджелудочной железы регулируется нервным и гуморальным путем. Функциональное состояние поджелудочной железы можно охарактеризовать различными методами исследования. Наиболее интересным и простым в техническом плане представляется метод исследования ферментативной активности поджелудочного сока. •Задание. Овладеть методикой исследования ферментативной активности поджелудочного сока свиньи. Необходимо для работы: водяная баня, спиртовка, штатив с пробирками, бюретки для титрования, сок поджелудочной железы (экстракт поджелудочных желез свиней), желчь, фибрин, сырой и вареный крахмал, растительное масло, фенолфталеин, раствор Люголя, бромная вода (4%-ный раствор брома в воде), 0,01%-ный раствор едкого натрия, стеклограф, кишечный сок (соскоб слизистой кишечника), 0,5%-ный раствор соляной кислоты. Методика выполнения работы Пронумеровать 9 пробирок и в каждую налить по 2 мл активированного поджелужочного сока (активация достигается добавлением 2-3 капель кишечного сока). Затем в 1-ю пробирку опустить кусочек фибрина, содержимое 2-й пробирки прокипятить, охладить и опустить в нее кусочек фибрина, в 3-й - подкислить поджелудочный сок 2-3-мя каплями соляной кислоты и добавить кусочек фибрина, в 4-ю - добавить 2 мл вареного крахмала, в 5-ю - щепотку сырого крахмала, 6-ю - прокипятить, охладить и добавить 2 мл вареного крахмала, в 7-ю - 0,3 мл желчи и 2 мл растительного масла, в 8-ю - добавляют 2 мл растительного масла, в 9-й - прокипятить поджелудочный сок, охладить и добавить 0,3 мл желчи и 2 мл растительного масла. Содержимое во всех пробирках перемешать встряхиванием и поместить на 30 минут в водяную баню при температуре 380С. Затем пробирки охладить и провести следующие реакции: - к содержимому первых 3-х пробирок добавить бромную воду, которая в присутствии аминокислот (триптофан) даст красно-фиолетовое окрашивание. Отсутствие окрашивания указывает на то, что фибрин не переваривается. - в 4, 5, 6-ю пробирки добавить по 1-2 капли раствора Люголя (таким образом устанавливается наличие крахмала). Амилолитическую ак107 тивность можно наблюдать, проводя реакцию с раствором Люголя в водяной бане. Для этого необходимо каждые 5 минут вынимать пробирки и фиксировать изменение цвета. - содержимое 7, 8, 9-й пробирок титровать 0,01%-ным раствором едкого натрия в присутствии индикатора фенолфталеина и по количеству титрующего раствора можно судить о липолитической активности поджелудочного сока. Результаты работы оформить в виде таблицы и проанализировать. Сделать выводы о влиянии поджелудочного сока на белки, жиры и углеводы, о его ферментативной активности в различных экспериментальных условиях. Ответить на вопросы: 1. Какие нервы регулируют экзокринную функцию поджелудочной железы? 2. Какие гормоны регулируют экзокринную функцию железы? 3. Назовите методики, позволяющие исследовать экзокринную функцию поджелудочной железы. 4. Каков состав и свойства сока поджелудочной железы? 5. Способен ли сок поджелудочной железы расщепить сырой крахмал? Дополнительная литература 1. Большой практикум по физиологии человека и животных: Учеб. пособие для вузов / Под ред. Б.А. Кудряшова. М., 1984. Гл. 6. 2. Практикум по нормальной физиологии / Под ред. Н.А. Агаджаняна, А.В. Коробкова. М., 1983. Гл. 7. ОБМЕН ВЕЩЕСТВ И ЭНЕРГИИ Работа 48. Питьевая возбудимость при повышении осмотического давления тканевой жидкости Осмолярность внутренней среды организма может отклоняться в ту или иную сторону. Она изменяется при недостаточном потреблении воды. На недостаток воды организм реагирует, во-первых, усиленной секрецией нейрогипофизом антидиуретического гормона, во-вторых, 108 возникновением чувства жажды. Возникновение чувства жажды сопровождается потреблением воды, что приводит к восстановлению водного равновесия в организме. •Задание. Ознакомиться с одной из причин питьевой возбудимости (жажды). Необходимо для работы: широкая стеклянная банка, 2 чашки Петри, чернила, шприц на 5 мл, 2%-ный раствор поваренной соли, зажимы. Методика выполнения работы Поместить двух белых мышей в широкую стеклянную банку. Перед ними поставить воду в чашках Петри. Так как перед опытом мыши содержались в нормальных условиях и неограниченно получали воду, то к воде в чашках Петри они не прикасаются. На спине одной мыши сделать пометку чернилами и ввести ей в брюшную полость 3 мл 2%ного раствора поваренной соли. Чтобы ввести раствор, необходимо одному из студентов взять мышь зажимами за кожу спины и за хвост, перевернуть животное кверху животом и удерживать в таком положении на столе. Другому (заранее приготовить шприц с гипертоническим раствором) проколоть иглой шприца брюшную стенку и медленно ввести раствор в брюшную полость животного. Заметить время с момента введения раствора и посадить мышь обратно в банку. Обычно через 1 - 2 минуты, когда начнет действовать на осморецепторы всосавшийся гипертонический раствор, мышь с пометкой на спине начинает пить воду из чашки Петри. Контрольная мышь по-прежнему воды не пьет. Объяснить механизм повышения питьевой возбудимости. Сделать выводы. Дополнительная литература 1. Данилов Н.В. Методическое и практическое пособие по физиологии. Ростов н/Д, 1972. 2. Бабский Е.Б. и др. Физиология человека. М., 1972. 3. Эккерт Р., Рэнделл Д., Огастин Дж. Физиология животных: механизмы и адаптация: Пер. с англ. М., 1991. 109 ЖЕЛЕЗЫ ВНУТРЕННЕЙ СЕКРЕЦИИ И ГУМОРАЛЬНАЯ РЕГУЛЯЦИЯ ФИЗИОЛОГИЧЕСКИХ ФУНКЦИЙ Работа 49. Влияние ацетилхолина, адреналина и атропина на мышцы радужной оболочки глаза лягушки Важную роль в управлении деятельностью внутренних органов играют биологически активные вещества (БАВ), циркулирующие в крови. К ним относятся гормоны - продукты желез внутренней секреции, тканевые гормоны, медиаторы, электролиты. Мускулатура радужной оболочки способна изменять величину зрачка и тем самым регулировать приток света в глаз. В радужной оболочке имеются два вида мышечных волокон, окружающих зрачок: одни - кольцевые (m. sphincter iridis), иннервируемые парасимпатическими волокнами глазодвигательного нерва, другие - радиальные (m. dilatator iridis), иннервируемые симпатическими нервами. Сокращение первых вызывает сужение зрачка, сокращение вторых - его расширение. Цилиарные мышцы очень чувствительны к различным БАВ. •Задание. Определить эффект воздействия адреналина, ацетил- холина и атропина на мышцы радужной оболочки глаза лягушки. Описать механизм действия каждого из этих веществ. Необходимо для работы: набор препаровальных инструментов, часовое стекло, вата, миллиметровая бумага, растворы: 0,1%-ный адреналин гидрохлорид, 0,1%-ный ацетилхолин хлорид, 0,1%-ный атропин, лягушки. Методика выполнения работы Взять двух лягушек и с помощью зонда разрушить спинной мозг. Затем провести декапитацию таким образом, чтобы отделить верхнюю челюсть с глазами. Обе головы поместить на часовое стекло, выстланное ватой. Измерить диаметры зрачков с помощью миллиметровой бумаги и записать результаты измерений. Один глаз оставить в качестве контрольного, а в три другие капнуть по капле соответственно адреналин, ацетилхолин и атропин. Наблюдать, как изменяется ширина зрачков. Через 10-15 минут после воздействия биологически активных 110 веществ вновь измерить диаметр. Сравнить данные о ширине зрачков до и после введения веществ. Сделать выводы и описать механизм действия каждого из веществ на мышцы радужной оболочки глаза лягушки. Дополнительная литература 1. Ноздрачев А.Д. Физиология вегетативной нервной системы. М., 1983. 2. Ноздрачев А.Д., Чернышова М.П. Висцеральные рефлексы. Л., 1989. 3. Физиология вегетативной нервной системы (Руководство по физиологии) / Отв. редактор В.Н. Черниговский. Л., 1981. Работа 50. Влияние инсулина на поведение белых мышей Гормон поджелудочной железы - инсулин - способствует депонированию гликогена в печени. В результате развивающейся гипогликемии приходят в состояние возбуждения двигательные центры головного мозга. Возникают судорожные сокращения мышц. Позже нарушение деятельности нервных центров углубляется, развивается гипогликемический шок. •Задание. Изучить механизм действия инсулина на организм белых мышей. Необходимо для работы: стеклянный колпак, инсулин, шприц, физиологический раствор, 20%-ный раствор глюкозы, раствор пикриновой кислоты. Объект исследования - белые мыши одинаковой массы, предварительно голодавшие 24 часа. Методика выполнения работы Перед началом опыта животных пометить пикриновой кислотой, взвесить, а затем ввести подкожно инсулин в следующих дозах: 1-я мышь - 0,1 ед. на 10 г массы тела, 2-я мышь - 0,5 ед., 3-я мышь - 1 ед., 4й мыши - ввести 0,5 мл физиологического раствора. Наблюдать за поведением и состоянием мышей. Через 20 минут проявляется действие инсулина. Мышам ввести каждой (кроме контрольной) внутрибрюшинно 0,5 мл 20%-ного раствора глюкозы. Наблюдать за животными 10 - 15 минут, отмечая изменения их состояния. 111 Описать изменения в состоянии мышей после введения разных доз инсулина. Отметить, что произошло с животными после введения глюкозы. Разобрать механизм действия инсулина. Сделать выводы. Дополнительная литература 1. Квасов Д.Г. и др. Руководство к практическим занятиям по физиологии. М., 1977. С. 186. 2. Практикум по нормальной физиологии / Под ред. Н.А. Агаджаняна, А.В. Коробкова. М., 1983. С. 148. 3. Калиман П.А. Биохимия гормонов. Харьков, 1985. 4. Држевецкая И.А. Основы физиологии обмена веществ и эндокринной системы. М., 1977. Работа 51. Действие питуитрина и адреналина на пигментные клетки лягушки Окраска тела лягушек зависит от состояния пигментных клеток (хроматофоров), находящихся в коже. Хроматофоры лягушек лишены иннервации, и их функциональное состояние регулируется гормонами. Особенно важную роль в регуляции распределения зерен пигмента играет меланоцитостимулирующий гормон (МСГ), вырабатываемый промежуточной долей гипофиза. Быструю концентрацию зерен пигмента в центральной части клетки, ведущую к изменению окраски тела, вызывают также адреналин и антагонист МСГ гормона - мелатонин. •Задание. Выяснить характер и интенсивность влияний адреналина и питуитрина на меланофоры лягушки. Необходимо для работы: препаровальный набор, марлевая салфетка, микроскоп (бинокуляр), шприцы - 2 шт., инъекционные иглы - 2 шт., чашки Петри - 3 шт., пипетки - 2 шт., раствор Рингера для лягушек, адреналин гидрохлорид, питуитрин, лягушки - 2 шт. Методика выполнения работы Лягушку обездвижить бескровным способом, разрушая зондом головной и спинной мозг, и зафиксировать с помощью булавок на пробковой пластинке спинной стороной кверху. Плавательную перепонку одной из задних лапок растянуть над отверстием в пробковой пластинке и закрепить в таком положении булав112 ками. Рассмотреть плавательную перепонку под микроскопом при малом увеличении в проходящем свете. Отметить наличие пигментных клеток наряду с кровеносными сосудами разного калибра, в которых хорошо видно движение крови. Установить, где располагаются и какого цвета зерна пигмента, а также определить форму пигментных клеток. В спинной лимфатический мешок ввести 0,2 мл питуитрина (экстракта задней доли гипофиза, содержащего меланофорный гормон). Через 20 минут отметить изменение окраски кожи лягушки. Под микроскопом пронаблюдать за перемещением пигмента в отростках меланофоров в плавательной перепонке задней лапки. Для более выраженного действия питуитрина лягушку предварительно выдержать 3-4 часа на белом фоне при ярком освещении, чтобы кожа ее посветлела. Действие адреналина можно наблюдать и на темных лягушках. В спинной лимфатический мешок ввести 0,5 мл раствора адреналина (1:1000). Через 3-5 минут наблюдать под микроскопом перемещение зерен пигмента в плавательной перепонке. Действие гормонов на изолированные кусочки кожи лягушки. У декапитированной лягушки на брюшной стороне туловища или бедре вырезать квадратные кусочки кожи площадью 5-7 мм2 и поместить в чашки Петри с 5 мл раствора Рингера. В первую чашку добавить три капли питуитрина, во вторую - три капли адреналина (1:1000), а третья чашка с раствором Рингера без гормонов будет служить контрольной. Через каждые 10-15 минут рассмаатривать кусочки кожи под микроскопом при малом увеличении. Отметить начало и окончание действия питуитрина и адреналина и форму пигментных клеток. Сделать выводы. Ответить на вопросы: 1. Какой гормон гипофиза влияет на интенсивность окраски покровов тела? 2. Как сказывается на окраске тела недостаток этого гормо- на? Дополнительная литература 1. Мельник Б.Е. и др. Меланоцитостимулирующий гормон и адаптация. Кишинев, 1983. 2. Киршенблат Я.Д. Общая эндокринология. М., 1971. 113 Работа 52. Гуморальная передача нервных влияний на сердце. Опыт О. Леви В основе нервного воздействия на различные эффекторные структуры, в том числе на сердце, лежит влияние на эти образования медиаторов, т.е. веществ, высвобождающихся из нервных окончаний при возбуждении нервов. Это положение было сформулировано основоположником медиаторной теории О. Леви. В настоящее время механизмы передачи влияний с эфферентных нервов на эффекторы и природа многих химических посредников изучены достаточно подробно. •Задание. Воспроизвести один из первых опытов О. Леви и зарегистрировать так называемое явление "гуморального переноса" эффектов от раздражения симпатического и парасимпатического нервов. Необходимо для работы: универсальный штатив, фотопреобразователи - 2 шт., регистрирующий прибор (самописец), стеклянные канюли для перфузии сердца - 2 шт., стимулятор ЭСЛ-1, металлические биполярные раздражающие электроды, препаровальный набор, раствор Рингера для лягушек, мерные пипетки на 1,2 и 5 мл, 2 лягушки. Методика выполнения работы Подготовка приборов к работе Электростимулятор ЭСЛ-1. С его помощью вы будете подавать импульсы электрического тока (раздражающие) на спинной и продолговатый мозг. На передней панели стимулятора в правой части имеются две клеммы "выход", к которым присоединяются провода с раздражающими электродами. Установить ручки на передней панели прибора в следующие положения: 1. "сеть" - в нижнее положение, 2. "внутр." - род работы, 3. "частота" - и "задержка" - в крайнее левое положение, 4. "длительность" - в положение "1", 5. "амплитуда" - в положение "х1", 6. "громкоговоритель" - в верхнее положение. 114 Ниже этих ручек есть переключатели с такими же названиями. С их помощью установить примерные параметры раздражения: частота - 1520 имп./сек., длительность импульса - 0,5 мс, амплитуда (сила раздражения) - 5 Вольт (5 х 1), длительность раздражения - 0,5-1 мин. Включить сетевое питание стимулятора. Теперь, если перевести тумблер "сеть" в верхнее положение, на электродах появится импульс, о чем будут свидетельствовать щелчки в репродукторе. Не касаться кончиков электродов пальцами! Фотоэлектрический преобразователь и самописец типа Н-338 Фотоэлектрический преобразователь закрепить на универсальном штативе. На свободный конец рычажка фотопреобразователя привязать нитку с серфином, которым в опыте захватывают верхушку желудочка сердца для регистрации механограммы. Фотопреобразователь соединить с блоком питания. Включить вилку сетевого шнура блока в розетку и перевести тумблер в положение "вкл." При этом на блоке загорится сигнальная лампочка. Соединить выходные клеммы блока со входом самописца с помощью шнура. Включить в розетку шнур питания самописца и нажать на его верхней панели клавишу "сеть". При этом загорится сигнальная лампа и слышен шум работы мотора. Ручку, находящуюся в правом верхнем углу панели самописца, установить так, чтобы черная точка находилась против цифры 0,8 в/см. Регулировать необходимое положение пера ручкой "уст. 0". Прибор готов к работе. Остается нажать клавишу 1 mm/s, и начнется движение ленты самописца со скоростью 1 мм/сек. Приготовление препаратов 1) Препаровка сердца 1 - реципиента 1. Лягушку обездвижить разрушением спинного и головного мозга с помощью зонда. Обнажить сердце и снять перикард. 2. Подвести последовательно лигатуры: - под правую дугу аорты - перевязать, - под левую дугу аорты - не перевязывать, - под луковицу аорты - не перевязывать, - под нижнюю полую вену - перевязать и отсечь печень, - под обе верхние полые вены - перевязать каждую вену раздельно, - под легочные вены при их схождении в одну - перевязать, - затянуть лигатуру, подведенную под левую дугу аорты вблизи места отхождения дуги от общего ствола, и в дальнейшем использовать конец этой лигатуры для подтягивания дуги аорты при вставлении канюли. 115 3. Налить в канюлю небольшое количество раствора Рингера так, чтобы весь кончик канюли был заполнен. В стенке луковицы аорты сделать небольшой разрез, в который ввести кончик канюли. Канюля легче вставляется в фазу систолы, так как при этом клапаны луковицы аорты открыты. Введенный кончик канюли направить внутрь желудочка. Показателем того, что кончик находится в желудочке, является фонтанчик крови, появляющийся в перфузате при каждой систоле желудочка. Закрепить сердце на канюле лигатурой, подведенной ранее под луковицу аорты, завязав лигатуру на уровне шейки канюли. 4. Изолировать сердце, перерезав все перевязанные сосуды дистальнее мест наложения лигатур. Перевязку удобнее произво- дить, слегка приподняв канюлю. Промыть сердце, сменив перфузат в канюле несколько раз (использовать пипетку с резиновой грушей). Зажать канюлю в химической лапке, закрепленной на универсальном штативе. Во избежание подсыхания поверхности сердца время от времени орошать его раствором Рингера. 2) Препаровка сердца 2 - донора 1. Взять лягушку и скальпелем сделать разрез позвоночника на уровне верхних конечностей. Через разрез с помощью зонда разрушить нижнюю часть спинного мозга, тем самым обездвиживая лягушку. 2. Приколоть лягушку к препаровальной доске вентральной стороной вверх и удалить нижнюю челюсть. С помощью глазных ножниц и пинцета осторожно удалить крестовидную кость над вентральной стороной продолговатого мозга. Чтобы избежать повреждения мозга, удалять крестовидную кость маленькими участками, прижимая браншу ножниц к внутренней стороне кости. Обнаженную поверхность мозга до начала раздражения закрыть ватой, увлажненной раствором Рингера, а перед раздражением подсушить фильтровальной бумагой. 3. Рассечь небольшой верхний слой мышц, выходящих из-под крестовидной кости с соответствующей стороны, и найти симпатическую цепочку, проходящую вблизи первых позвонков в виде тонкого серобелого тяжа. Осторожно приподнять нервный ствол стеклянным крючком и поместить под него электроды. 4. Освободить сердце от перикарда, отпрепарировать все сосуды и наложить на них лигатуры так же, как и при препаровке сердца реципиента. Исключение составляют верхние полые вены. Они остаются интактными, т.е. не берутся на лигатуры и не перевязываются, чтобы не повредить сердечные ветви вагосимпатических стволов, проходящих вблизи этих вен. 5. Вставить канюлю в сердце через луковицу аорты и закре- пить сердце на канюле. 116 6. Удалить всю часть туловища ниже спинного мозга, а верхнюю часть оставить на препаровальной доске, которую закрепить в штативе. 3) Порядок работы 1. Оба сердца - реципиента и донора - соединить с фотопреобразователями. Верхушку сердца 1 захватить небольшим серфином, который ниткой соединен с рычажком фотопреобразователя, закрепленного в штативе. Отрегулировать натяжение нити и усиление так, чтобы амплитуда отклонения пера при полном нажатии рычага была в пределах 1,52 см. Аналогичным образом поступить с сердцем 2. Провести одновременную запись сокращений сердца-донора и сердца-реципиента при скорости движения ленты 1 мм/с (2,5 мм/с). 2. Не прекращая регистрации, раздражать симпатический ствол от ЭСЛ-1 и регистрировать развитие эффекта на сердце-доноре. Перемешав перфузат в канюле этого сердца, перенести его пипеткой в канюлю сердца-реципиента, из которой предварительно удален раствор Рингера. Через некоторое время на механограмме сердца-реципиента должен появиться эффект гуморальной передачи в результате воздействия физиологически активного вещества, образовавшегося в сердце-доноре при возбуждении экстракардиальных нервов. 3. Тщательно отмыть оба сердца раствором Рингера и повторить опыт с переносом перфузата от сердца-донора к сердцу-реципиенту, но теперь раздражать структуры продолговатого мозга. 4. Вновь, тщательно отмыв оба сердца, провести контрольный эксперимент, перенося перфузат без раздражения экстракардиальных структур. Убедиться в отсутствии эффекта гуморальной передачи на сердце-реципиент. При проведении эксперимента необходимо: 1. Поддерживать уровень растворов в каждой из канюль постоянным, чтобы исключить возможность изменения силы сокращений сердца за счет различной степени растяжения миокарда. 2. Для лучшего восстановления эффекта гуморальных влияний наливать небольшие количества перфузата в канюлю. 3. Обязательно отмечать на механограмме моменты взятия перфузата из канюли сердца-донора и введение его в канюлю сердцареципиента, а также моменты начала и окончания раздражения. Обработка результатов Сопоставить механограммы сердца-донора и сердца-реципиента. Рассчитать частоту, силу и длительность сердечных сокращений в контроле и после раздражения мозговых структур. 117 Отметить особенности развития торможения и усиления деятельности сердца при гуморальной передаче за счет действия медиаторов по сравнению с развитием тех же эффектов при нервных импульсномедиаторных воздействиях. Сделать выводы. Дополнительная литература 1. Большой практикум по физиологии человека и животных / Под ред. Б.А. Кудряшова. М., 1984. С. 219-222. 2. Куффлер С., Никколс Дж. От нейрона к мозгу. М., 1979. Гл. 8-11. 3. Физиология кровообращения (Руководство по физиологии). Л., 1980. Гл. 20, 21. 4. Теория химической передачи нервного импульса: этапы развития / Сост. М.Я. Михельсон. Л., 1981. 5. Учебное пособие по физиологии сердца / Под ред. М.Г. Удельнова, Г.Е. Самониной. М., 1986. Работа 53. Искусственная овуляция и искусственное оплодотворение икры Результаты исследований по эндокринологии нашли практическое применение в рыбоводстве для получения необходимых количеств зрелой икры, пригодной к оплодотворению. •Задание. Овладеть методикой получения гипофизарных вытяжек, стимуляции ими процесса овуляции, проведения искусственного оплодотворения и инкубации икры до стадии личинки. В качестве объекта использовать лягушек. Необходимо для работы: лягушки, препаровальный набор, бинт, лигатура, булавки, пипетка, ступка с пестиком, раствор Рингера для холоднокровных, шприц на 1 мл, термометр, чашки Петри, микроскоп, 0,25%-ный раствор NaCl, отстоянная вода. Методика выполнения работы 1. Искусственная овуляция Приготовление гипофизарных вытяжек Лягушку (без наркоза - наркотизировать животных нельзя, так как наркоз нарушает функции гипофиза) забинтовать и приколоть к пробковой пластинке брюшком вверх. Нижнюю челюсть прошить лигатурой и сильно отвести назад. Верхнюю челюсть и вытянутый язык закрепить 118 булавками. Далее сделать срединный разрез слизистой оболочки верхней челюсти до обнажения клиновидной кости. Перерезать мышцы, прикрепляющиеся к рукоятке кости (не повреждать сосуды), вырезать всю срединную часть кости. Через хрящевой череп и твердую мозговую оболочку виден бледно-красный округлой формы и диаметром 2 мм гипофиз в окружении сосудов. Сняв покровные части, извлечь его скальпелем или отсосать с помощью пипетки, после чего лягушек обездвижить разрушением головного и спинного мозга. На одну самку требуются гипофизы от 3 - 4 самок. Собранные гипофизы растереть в ступке с несколькими каплями физиологического раствора (раствор Рингера для холоднокровных). Затем содержимое ступки довести до объема 0,5 мл и немедленно шприцем впрыснуть в брюшную полость или лимфатические мешки самки-реципиента. После инъекции самку поместить в аквариум с небольшим количеством воды при t = 12-140С. Визуально о переходе ооцитов в нижнюю часть яйцеводов - "матку" - судят по раздуванию брюшка самки. Созревание ооцитов происходит примерно через 36-48 часов. Самцов стимулировать аналогично, но небольшой дозой гипофизов, и содержать при тех же условиях, что и самку. Примечание: до начала опыта лягушек рекомендуется содержать в аквариуме с небольшим количеством воды при t=40С, ежедневно промывая их холодной водой в течение 3-5 дней. 2. Искусственное оплодотворение: а) получение икры Овулировавшие ооциты находятся в нижних отделах яйцеводов. Через 36-48 часов после введения суспензии самку обездвиживают и делают срединный разрез брюшка, рассекая кожу и мышечную стенку. Края раны снова сближают и оставляют лягушку до тех пор, пока не будет получена сперма двух самцов. б) получение спермы Вскрыв брюшную полость обездвиженного самца, извлечь семенники. Измельчить их ножницами в небольшом сосуде и залить 10 мл отстоянной воды. Выдержать 3-5 минут (физиологическая активация сперматозоидов), их подвижность контролировать под микроскопом. Для увеличения оплодотворяющей способности спермиев использовать также 0,25%-ный раствор NaCl (Brachet, 1910). Посредством введения острой бранши ножниц вскрыть стенку яйцеводов самки. Икру поместить на дно сухого сосуда (чашка Петри) и осторожно распределить икринки по дну тонким слоем. Икру залить равномерно суспензией спермы, причем сперму сливать так, чтобы ос119 татки семенников не попадали на икру. Далее 3-5 минут покачивать сосуд с икрой для смачивания суспензией всей икры. Долить слой воды (икра должна быть полностью покрыта водой) и покачивать сосуд еще в течение 20-30 минут для того, чтобы клейкие икринки не прилипали ко дну сосуда. Через 20-30 минут воду со спермой слить и налить свежую отстоянную воду. Менять воду в сосуде необходимо 2 раза в сутки. Температура воды в сосуде должна быть 12-130С. Примечание: Признаком развития является поворот икринок анимальным (темным) полюсом вверх и появление первой борозды дробления. Зарисовать стадии развития икры. Сделать выводы. Дополнительная литература 1. Киршенблат Я.Д. Общая эндокринология. М., 1971. 2. Физиология эндокринной системы (Руководство по физиологии). Л., 1979. 3. Коган А.Б., Щитов С.И. Практикум по сравнительной физиологии. М., 1954. Основная литература 1. Общий курс физиологии человека и животных / Под ред. А.Д. Ноздрачева. М., 1991. 2. Ноздрачев А.Д., Поляков Е.А. Анатомия лягушки: Практическое пособие для вузов. М., 1994. 3. Физиология человека / Под ред. Г.И. Косицкого. М., 1985. 4. Коган А.Б. Основы физиологии высшей нервной деятельности. М., 1988. 120 Оглавление ВВЕДЕНИЕ ......................................................................5 Приборы и оборудование ...................................................................5 Физиологические растворы ...............................................................9 Способы обездвиживания животных ...............................................9 Приготовление физиологических препаратов ............................10 ФИЗИОЛОГИЯ ВОЗБУЖДЕНИЯ .................................13 Работа 1. Исторические опыты по электрофизиологии .............13 Работа 2. Электромиография ...........................................................15 Работа 3. Измерение величины потенциала повреждения скелетной мышцы при внеклеточном отведении......16 ФИЗИОЛОГИЯ НЕРВНОЙ СИСТЕМЫ ........................18 Работа 4. Основные закономерности работы нервных центров ............................................................18 Работа 5. Локализация утомления в рефлекторной дуге ...........21 Работа 6. Торможение в центральной нервной системе .............22 Работа 7. Определение зависимости времени рефлекса от кровоснабжения ЦНС ................................................25 Работа 8. Влияние курареподобного препарата на организм животного ..........................................................................26 Работа 9. Субординационные влияния центральной нервной системы на хронаксию нервно-мышечной системы .27 ФИЗИОЛОГИЯ ДВИГАТЕЛЬНОГО АППАРАТА........29 Работа 10. Сила и работа мышц ......................................................29 Работа 11. Измерение силы мышц кисти руки ............................31 121 Работа 12. Рефлекторный тонус скелетных мышц (опыт бронджиста) .........................................................32 Работа 13. Утомление нервно-мышечного препарата при прямом и непрямом раздражении мышц ..........33 Работа 14. Развитие утомления у человека при локальной динамической работе. Эргография ............................36 Работа 15. Влияние витамина В1 на работу мышц ......................40 ФИЗИОЛОГИЯ СЕНСОРНЫХ СИСТЕМ ......................41 Работа 16. Определение кривой световой чувствительности во время часового пребывания в темноте ................41 Работа 17. Определение поля зрения..............................................48 Работа 18. Исследование вкусовой чувствительности ...............49 Работа 19. Изменение позы тела и локомоции у лягушки после раздражения и разрушения лабиринтов ........50 Работа 20. Определение критической частоты слияния мельканий .......................................................................52 Работа 21. Функциональная мобильность терморецепторов кожи ..................................................................................54 Работа 22. Временное выключение вестибулярного аппарата у морской свинки ...........................................................55 Работа 23. Определение латентного периода дифференцировочной зрительно-моторной реакции ...............56 ВЫСШАЯ НЕРВНАЯ ДЕЯТЕЛЬНОСТЬ......................60 Работа 24. Условный рефлекс у рыб ..............................................60 Работа 25. Определение объема памяти при случайном и смысловом запоминании ..........................................61 Работа 26. Сигнальная роль освещения в выборе места обитания у дафний.........................................................64 ФИЗИОЛОГИЯ КРОВИ .................................................66 122 Работа 27. Получение кристаллов гемоглобина ..........................66 Работа 28. Оксигемометрия .............................................................67 Работа 29. Коагулография ................................................................69 Работа 30. Осмотическая резистентность эритроцитов .............73 Работа 31. Фагоцитоз эритроцитов птицы лейкоцитами морской свинки ..............................................................75 Работа 32. Факторы, изменяющие скорость свертывания крови ................................................................................76 ФИЗИОЛОГИЯ СЕРДЕЧНО-СОСУДИСТОЙ СИСТЕМЫ......................................................................78 Работа 33. Влияние гормонов и электролитов на работу изолированного (по Штраубу) сердца лягушки ......78 Работа 34. Влияние температуры на сократительную деятельность сердца ......................................................80 Работа 35. Рефлексы на сердце по данным электрокардиографии ...................................................82 Работа 36. Рефлексы на сердце с желудка и кишечника (опыт Гольца) .................................................................85 Работа 37. Изменение возбудимости сердца при возбуждении. Экстрасистола и компенсаторная пауза ...................87 Работа 38. Прижизненная микроскопия сердца (препарат по М. Граменицкому)....................................................89 Работа 39. Баллистокардиография .................................................91 Работа 40. Влияние нервной системы на кровообращение в плавательной перепонке лапки лягушки ..............93 ФИЗИОЛОГИЯ ДЫХАНИЯ ...........................................95 Работа 41. Диффузия углекислого газа через легкие .................95 Работа 42. Влияние температуры на потребление рыбами кислорода ........................................................................97 123 Работа 43. Биомеханика дыхания .................................................100 ФИЗИОЛОГИЯ ПИЩЕВАРЕНИЯ ...............................102 Работа 44. Влияние ацетилхолина и адреналина на сокращение желудка лягушки .............................102 Работа 45. Исследование пищеварительной роли желчи (действие желчи на жиры) ....................................................103 Работа 46. Ферментативные свойства слюны ............................104 Работа 47. Пищеварительное действие сока поджелудочной железы ............................................................................106 ОБМЕН ВЕЩЕСТВ И ЭНЕРГИИ ................................108 Работа 48. Питьевая возбудимость при повышении осмотического давления тканевой жидкости.........108 ЖЕЛЕЗЫ ВНУТРЕННЕЙ СЕКРЕЦИИ И ГУМОРАЛЬНАЯ РЕГУЛЯЦИЯ ФИЗИОЛОГИЧЕСКИХ ФУНКЦИЙ110 Работа 49. Влияние ацетилхолина, адреналина и атропина на мышцы радужной оболочки глаза лягушки .....110 Работа 50. Влияние инсулина на поведение белых мышей .....111 Работа 51. Действие питуитрина и адреналина на пигментные клетки лягушки ...............................112 Работа 52. Гуморальная передача нервных влияний на сердце. Опыт О. Леви ............................................114 Работа 53. Искусственная овуляция и искусственное оплодотворение икры .................................................118 124 И.Ю. Мышкин, О.А. Ботяжова, А.И. Давыдов, Е.В. Рябухина, В.Е. Середняков, Н.Н. Тятенкова ФИЗИОЛОГИЯ ЧЕЛОВЕКА И ЖИВОТНЫХ Учебно-методическое пособие Редактор, корректор В.Н. Чулкова Компьютерная верстка Л.А. Кузьмичевой Лицензия ЛР N 020319 от 30.12.96. Подписано в печать 30.09.98. Формат 60×84/16. Бумага тип. Усл. печ. л. 7,0. Уч.-изд. л. 5,3. Тираж 50 экз. Заказ Оригинал-макет подготовлен в редакционно-издательском отделе Ярославского государственного университета. Ярославский государственный университет. 150000 Ярославль, ул. Советская, 14. Отдел оперативной печати Ярославского педколледжа 150029 Ярославль, ул. Маланова, 14. 125
