172 СОВРЕМЕННЫЕ ПОДХОДЫ К МОДЕЛИРОВАНИЮ
реклама
УДК 616.523.001.6 СОВРЕМЕННЫЕ ПОДХОДЫ К МОДЕЛИРОВАНИЮ ГЕРПЕСВИРУСНОЙ ИНФЕКЦИИ (АНАЛИТИЧЕСКИЙ ОБЗОР) Е.Н. Филатова, О.В. Уткин, ФБУН «Нижегородский научно-исследовательский институт эпидемиологии и микробиологии им. академика И.Н. Блохиной» Филатова Елена Николаевна -– е-mail: el.filatova83@gmail.com Аналитический обзор предназначен для биологов и врачей разных специальностей, а также научных сотрудников, для студентов и аспирантов медицинских институтов и биологических факультетов университетов, интересующихся возможностью использования культур клеток для моделирования герпесвирусной инфекции. Ключевые слова: герпесвирусная инфекция, герпес, вирус ветряной оспы, цитомегаловирус, вирус Эпштейна-Барр, in vitro моделирование. This review is intended for biologists, health care and medical professionals of variant specialties, as for researches, medical and biological higher education institutes’ undergraduate and postgraduate students who are interested in using cell cultures for herpesvirus infection modelling. Key words: herpesvirus infection, herpes, varicella-zoster virus, cytomegalovirus, Epstein-Barr virus, in vitro modelling. ВВЕДЕНИЕ Герпесвирусная инфекция (ГВИ) человека является второй по значимости причиной смертности новорожденных и детей младшего возраста, связанной с вирусными заболеваниями [1]. Отсутствие действенных вакцин и невозможность полного излечения в совокупности с практически 100% охватом популяции инфекцией определяют актуальность изучения герпесвирусной инфекции. Современные медико-биологические исследования заболеваний невозможно представить без применения экспериментального моделирования патологии. В качестве моделей используют как животных, так и культуры клеток – клетки различных типов, выделенных из организма и поддерживаемые в жизнеспособном состоянии в искусственных условиях. В настоящем обзоре описаны основные подходы к моделированию герпесвирусной инфекции, применяемые в настоящее время. Представлены преимущества и ограничения различных моделей. Основные подходы к моделированию инфекционных заболеваний in vitro Выбор подходящей модели для изучения инфекционного заболевания in vitro важен для адекватной экстраполяции полученных данных на процессы, протекающие в живом организме. В историческом плане изначально использовались животные модели, которые с успехом применяются и в настоящее время. В ряде случаев их использование не имеет альтернатив, например, при проведении доклинических исследований терапевических препаратов. Тем не менее, животные модели имеют свои недостатки и ограничения. Мелкие грызуны (крыса, мышь, хомяк) не явля- 172 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 ются естественными хозяевами актуальных инфекций человека [2, 3], а исследования на моделях человекообразных приматов сложны в осуществлении и обладают высокой стоимостью. К тому же использование животных в научных исследованиях имеет этические проблемы. Альтернативой животным является in vitro культура клеток. Исследования на культурах клеток легко поддаются стандартизации, позволяют проводить постоянный мониторинг состояния исследуемого материала. Культуры клеток легко подвергнуть генетическим модификациям. На сегодняшний день с применением моделирования in vitro возможно изучение практически всех аспектов жизненного цикла, механизмов распространения, патогенности и взаимодействия с организмом хозяина для большинства инфекций человека и животных. Многие in vitro модели основаны на использовании клеток единого происхождения – монокультур. На данный момент охарактеризовано большое количество монокультур. Их применение обеспечило основу для понимания ключевых особенностей взаимодействия между патогеном и хозяином при различных заболеваниях [4]. Монокультуры подразделяют на первичные (диплоидные) культуры и постоянные (иммортализованные) клеточные линии. Первичные культуры получают из живой ткани, они гетерогенны и физиологически близки к аутентичной ткани, но зачастую обладают низким уровнем репликации и воспроизводства патогена, а также ограниченной способностью к пересеву [4–7]. Они лучше всего подходят для краткосрочных исследований. Первичные культуры клеток находят свое применение для выявления особенностей жизненного цикла патогенов, обладающих ограниченным тропизмом [2, 8]. Постоянные клеточные линии представлены клетками лишь одного типа и могут использоваться длительное время. Большинство постоянных культур клеток получено из злокачественно трансформированных клеток, что определяет их способность к неограниченному делению. По сравнению с нетрансформированными клетками того же типа в таких культурах наблюдаются изменения в регуляции клеточного цикла, характере экспрессии генов и других морфофункциональных свойствах [2, 9]. Эти изменения оказывают значительный эффект на итог взаимодействия хозяина и патогена [10, 11]. Однако для пролонгированных исследований, предъявляющих высокие требования к постоянству свойств клеток, характеру их роста и скорости наращивания биомассы, применение постоянных клеточных линий является более эффективным по сравнению с первичными культурами [12]. При моделировании процессов in vitro альтернативой монокультуре является смешанная культура, представленная клетками разных типов. Совместное культивирование клеток приближает модель к строению ткани, которую создают для воспроизведения в искусственных условиях реакций различных систем организма [12]. Подобный эффект достигается за счет кооперации разных клеток друг с другом при помощи биологических медиаторов [13]. Поэтому в смешанной культуре и монокультуре клеточный ответ на стимуляцию патогеном различается [14]. Расширением сферы применения смешанных культур при моделировании инфекционных процессов являются органные и трехмерные органотипические культуры. В органных культурах целый орган или его репрезентативная часть поддерживается в виде небольшого фрагмента и сохраняет присущее ему количественное и пространственное распределение клеток [9]. Такие модели хорошо отражают физиологию и патофизиологию естественной ткани и могут использоваться при анализе условий инвазии и инициации иммунного ответа на патоген. Трехмерные органотипические культуры представлены клетками различного происхождения или различных линий, скомбинированными в определенном соотношении в пространстве [9]. Эти модели включают в себя полимерную матрицу, идентичную пространственной структуре изучаемой ткани, и заселяющие ее клетки. Микроциркуляцию питательных веществ и продуктов метаболизма имитируют при помощи вращающихся или проточных биореакторов [15, 16]. Зачастую трехмерные модели обеспечивают реализацию полного жизненного цикла патогена в условиях in vitro, что является их несомненным преимуществом по сравнению с двухмерными моделями. Культуры клеток являются современным инструментом, позволяющим воспроизводить реакции живого организма in vitro. Это касается и всестороннего анализа клеточ- 173 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 ных ответов макроорганизма на инфекционный процесс разного генеза. Моделирование инфекционного процесса предполагает использование разных культур клеток, наилучшим образом соответствующих конкретным задачам исследования. Краткая характеристика герпесвирусов, вызывающих заболевания человека В настоящее время герпесвирусы инфицируют более 90% городского населения во всем мире. Большинство людей являются бессимптомными носителями и лишь у 10% жителей разных стран наблюдаются хронические и рецидивирующие формы инфекции. Хроническое течение ГВИ приводит к развитию вторичной иммунной недостаточности, угнетению реакций клеточного иммунитета, снижению неспецифической защиты организма. Несмотря на разнообразие лекарственных препаратов, использующихся для лечения герпесвирусной инфекции (ГВИ) разной этиологии, универсальных средств, обусловливающих полную элиминацию возбудителя из организма, не существует [17]. Возбудители заболеваний человека семейства Herpesviridae представлены структурно однородной группой вирусов, содержащих двухцепочечную линейную ДНК. Вирусы данного семейства обладают сравнительно крупными размерами (средний диаметр вириона 100 нм) и сложной структурной организацией. Размножение вирусов, включающее стадии репликации нуклеиновой кислоты и образования вирусных частиц, происходит в ядре инфицированной клетки. В геноме герпесвирусов выделяют три функциональные группы генов: немедленные ранние, ранние и поздние гены, экспрессирующиеся в различные фазы жизненного цикла вируса. Немедленные ранние гены экспрессируются в инфицированных клетках перед началом синтеза вирусных белков. Продукты экспрессии ранних генов представляют собой белки, участвующие в репликации вирусной ДНК. Гены поздней группы кодируют структурные белки и гликопротеины, формирующие оболочку вирионов [18]. Вирусы семейства Herpesviridae способны вызывать острые, хронические и латентные инфекции. Некоторые из них ассоциированы с развитием злокачественных новообразований и способны трансформировать клетки in vitro. Способность к персистенции и латенции инфекционного процесса – важное биологическое свойство всех герпесвирусов человека. Под персистенцией понимают способность вирусов непрерывно или циклично размножаться в инфицированных клетках, постоянно пополняя пул инфекционных частиц в организме. Латенция характеризуется пожизненным сохранением вируса в инфицированном организме, сопровождающимся селективной экспрессией вирусных генов и отсутствием продукции новых вирионов [19]. Предполагают, что в латентном состоянии активными являются лишь гены немедленной ранней и иногда ранней групп генома герпесвирусов. Активация экспрессии генов поздней группы обычно ассоциирована с реактивацией вируса, выходом его из латентного состояния и возобновлением цикла литической репликации. Литическая репликация герпесвирусов оказывает цитопатический эффект на клетку хозяина и приводит к ее гибели [20]. Представители семейства герпесвирусов имеют специфические сайты персистенции и латенции, различные входные ворота и пути передачи инфекции. Вирусы обладают собственным, порой уникальным тропизмом к разным типам клеток и тканей организма человека. Вирусы семейства Herpesviridae, патогенные для человека, входят в состав трех подсемейств: альфагерпесвирусы, бетагерпесвирусы и гаммагерпесвирусы (таблица). Альфагерпесвирусы (ВПГ-1, ВПГ-2, ВВО) характеризуются быстрой репликацией вируса и выраженным цитопатическим действием. Вирусы сохраняются в латентном состоянии преимущественно в нервных ганглиях. Бетагерпесвирусы (ЦМВ, ГВЧ-6, ГВЧ-7) имеют относительно долгий репродуктивный цикл. Вирусы обладают способностью инициировать иммуносупрессию. Поддерживаются в латентном состоянии в лимфоретикулярных тканях, секреторных железах, почках и других тканях. Гаммагерпесвирусы (ВЭБ, ГВЧ-8) обладают специфическим тропизмом к лимфоидным клеткам, в которых длительно персистируют и сохраняются в латентном состоянии. Вирусы данного подсемейства способны оказывать трансформирующий эффект на пораженные клетки. Инфекционный процесс часто заканчивается прелитической стадией и не сопровождается образованием инфекционного потомства [17, 20]. При in vitro моделировании ГВИ необходимо учитывать множественность путей инфицирования клеток вирусами. Прямой путь распространения предполагает диссеминацию вируса посредством соединенных между собой клеток без участия внеклеточной среды. Второй путь базируется на высвобождении вирионов в окружающую среду и взаимодействии с восприимчивыми таргетными клетками. Межклеточная передача инфекционного потомства позволяет избежать многих ограничений, накладываемых на свободное распространение вируса (значительные энергетические затраты, время, необходимое для нахождения таргетной клетки и проникновения в нее, отсутствие рецепторов на поверхности клетокмишеней или их низкая аффинность) [21]. При межклеточной передаче герпесвирусы используют различные механизмы, охарактеризованные лишь у некоторых представителей семейства. 174 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 Слияние клеток – самый простой путь межклеточной передачи вирусных частиц, приводящий к формированию синцития. Альфагерпесвирусы индуцируют слияние клеток путем скоординированного взаимодействия гликопротеинов gB, gD, gH-gL на поверхности инфицированной клетки и рецептора gD на мембране таргетной клетки [22, 23]. Формирование синцития наблюдается in vitro при инфицировании культур клеток некоторыми клиническими изолятами ВПГ-1, что обусловлено адаптацией вируса к условиям культивирования. В то же время, ВВО характеризуется формированием синцития как in vitro, так и in vivo [24]. Межклеточная передача вирусного потомства путем слияния клеток также характерна для ЦМВ. Так in vivo при ЦМВ-инфекции детектируется незначительное количество свободно циркулирующего вируса вследствие его преимущественного распространения путем прямых контактов между лейкоцитами, эндотелиальными клетками и фибробластами [25, 26]. При этом ЦМВ-индуцированное слияние клеток не обязательно приводит к формированию синцития [27]. Передача вируса через плотные межклеточные контакты – нервные синапсы – как и высокий тропизм к нервной ткани, характерны преимущественно для альфагерпесвирусов. ВПГ-инфицированные нейроны способны заражать эпителиальные клетки и другие нейроны путем прямого аксонального контакта [28, 29]. При этом сам вирион и его оболочечный капсид могут независимо транспортироваться из ядра к терминальной пластинке аксонов и проходить окончательную сборку в самом синапсе [29– 31]. Проявление вирусом нейротропизма in vivo и in vitro, а также направленное распространение ВПГ вдоль нервных тканей определяются комплексом вирусных гликопротеинов gE-gI [7]. С перестройкой актинового цитоскелета связано формирование протяженных актиновых выступов, соединяющих соседние клетки и служащих путем распространения вируса [32]. Подобный путь передачи вируса характерен для ВПГ-1 и обеспечивает вирусную диссеминацию в среде, защищенной от воздействия противовирусных антител [21]. Большинство случаев прямого межклеточного распространения герпесвирусов было выявлено в in vitro системах культур клеток и требует верификации. Особенности моделирования инфекций, вызванных альфагерпесвирусами Вирус простого герпеса первого типа Эпидемиология и клинические проявления. Заражение ВПГ-1 происходит в самые ранние месяцы жизни, а носителями вируса являются более 80% населения земного шара. Для заражения необходим контакт кожи или слизистой с отделяемым или содержимым герпетических пузырьков. Также возможно перинатальное и внутриутробное заражение плода при первичном заражении матери, при этом у матерей-носителей ВПГ-1 внутриутробное заражение плода маловероятно. Частота и сила рецидивов ВПГ-1инфекции различается в зависимости от состояния иммунной системы хозяина: от бессимптомного носительства у иммунокомпетентных лиц до 6 и более рецедивов в год у иммунокомпрометированных пациентов [19]. Первичная инфекция, инициированная ВПГ-1, вызывает герпетический гингивостоматит – поражения многослойного эпителия красной каймы губ. Рецидивирующая инфекция проявляется в форме первичных поражений (обычно после переохлаждения), иногда высыпания носят генерализованный характер. Особенно опасны осложнения, возникающие в результате рецидива при нарушении функционирования иммунной системы или при внутриутробном заражении. К осложнениям относят герпетические кератиты, приводящие к потере зрения, герпетические энцефалиты и другие заболевания. Жизненный цикл вируса. Литический и латентный циклы репликации ВПГ-1 зависят от регуляции немедленных ранних, ранних и поздних генов [33]. Вирус, реплицирующийся в эпителиальных клетках, проходит типичный цикл литической репликации с экспрессией всех трех групп вирусных генов, продукцией инфекционных вирионов с последующим лизисом клетки-хозяина [34–36]. ВПГ-1 способен формировать пул латентно инфицированных клеток в периферических чувствительных ганглиях [36, 37], где персистенция вируса продолжается в течение всей жизни хозяина. Молекулярные и клеточные механизмы, вовлеченные в формирование и поддержание латентного состояния ВПГ-1, а также механизмы его реактивации остаются не выяснены до сих пор. Предположительно, экспрессия только генов вируса немедленной ранней группы не смертельна для клетки-хозяина, тогда как экспрессия генов ранней и поздней групп приводит к ее гибели [33]. Именно поэтому скрытая ВПГ-1-инфекция не протекает в клетках, поддерживающих экспрессию всех вирусных генов [38]. В поддержании латентного состояния ВПГ-1 участвуют LAT-транскрипты (транскрипты, ассоциированные с латентностью) [39], вирусные iRNA и другие эпигенетические регуляторы вирусного генома. Латентное состояние ВПГ-1 характеризуется функционированием вирусного генома, не сопровождающимся образованием инфекционных частиц. При этом в инфицированных клетках детектируются только LAT-транскрипты. На данный момент неизвестно, существуют ли белки, связанные с LAT [34]. В поддержании ВПГ-1 в латентном состоянии важную роль отводят клеткам иммунной системы хозяина. Инфицированные вирусом периферические чувствительные ганглии обильно инфильтруются цитокин- и хемокин-продуцирующими Т-клетками, большинство из которых являются CD3+CD8+ T-клетками и CD68+ макрофагами. Предполагается, что клетки иммунной системы хозяина контролируют процесс реактивации вируса, предотвращая или снижая его уровень [34, 40–43]. Животные модели для изучения ВПГ-1-инфекци. Современные знания о протекании ВПГ-1-инфекции получены ТАБЛИЦА. Классификация герпесвирусов человека Подсемейство герпесвирусов Альфагерпесвирусы (Аlphaherpes virinae) Бетагерпесвирусы (Betaherpesvirinae) Гаммагерпесвирусы (Gammaherpesvirinae) 175 Род герпесвирусов Тип герпесвируса Синонимы Наиболее часто вызываемые заболевания Вирус простого герпеса первого типа, ВПГ-1 Герпесвирус человека тип 1 simplex virus-1, HSV-1), (Human Herpesvirus-1, HHV-1) (Herpes простой герпес, пузырьковый лишай Герпетический стоматит, губной герпес Вирус простого герпеса второго типа, ВПГ-2 Герпесвирус человека тип 2 simplex virus-2, HSV-2), (Human Herpesvirus-2, HHV-2) (Herpes генитальный герпес Генитальный герпес Вариоцелловирус (Varicellovirus) Вирус ветряной оспы, ВВО Герпесвирус человека тип 3 (Varicella-zoster virus, VZV), опоясывающий (Human Herpesvirus-3, HHV-3) лишай Ветряная оспа, опоясывающий лишай Цитомегаловирус (Cytomegalovirus) Инфекционный мононуклеоз, увеличеГерпесвирус человека тип 5 Цитомегаловирус человека, ЦМВ органов брюшной полости, воспа(Human Herpesvirus-5, HHV-5) (Human cytomegalovirus, HCMV), цитомегалия ние ление слюнных желез Симплексивирус (Simplexvirus) Розеоловирус (Roseolovirus) Герпесвирус человека тип 6, (Human Herpesvirus-6, HHV-6) ГВЧ-6 Розеоловирус Герпесвирус человека тип 7, (Human Herpesvirus-7, HHV-7) ГВЧ-7, Розеоловирус Детская розеола или внезапная экзантема детей Вероятная причина синдрома хронической усталости Инфекционный мононуклеоз, лимфома Лимфокриптовирус Герпесвирус человека тип 4 Вирус Эпштейна-Барр, ВЭБ (Epstein-Barr virus, Беркитта, назофарингеальная карци(Lymphocryptovirus) (Human Herpesvirus-4, HHV-4) EBV), вирус инфекционного мононуклеоза нома, лимфопролиферативный посттрансплантационный синдром Радиновирус (Rhadinovirus) ГВЧ-8, герпесвирус, ассоциированный с сарГерпесвирус человека тип 8, Капоши (Kaposi’s sarcoma-associated (Human Herpesvirus-8, HHV-8) комой herpesvirus, KSHV) № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 Саркома Капоши, первичная лимфома серозных полостей на основе in vivo моделей мелких грызунов, которые оказались незаменимы при определении генетических основ латентного состояния вируса и его реактивации, а также роли иммунной системы в развитии патологии [44]. Кролики и мыши-сосунки используются для изоляции ВПГ-1 путем интрацеребрального заражения. При инокуляции вируса в роговицу модель применяется для исследования герпетических кератинитов [45]. При этом достигается высокая воспроизводимость физиологической системы, но сохраняются все недостатки применения животных моделей: высокая стоимость и длительность эксперимента, сложность ухода за животными и большая вариабельность полученных результатов. Также вследствие сложности животной модели, затруднительно отличать эффекты взаимодействия вируса и исследуемых клеток от более общих последствий инфекции [44]. Животная модель – ключевой подход при тестировании терапевтических вакцин против ВПГ-1. Применяемые вакцины сенсибилизируют вирусспецифические CD8+ Т-клетки, присутствующие в чувствительных ганглиях. Однако релевантность подобных моделей требует пересмотра. Так, инфицированные мыши неадекватно воспроизводят спонтанный шеддинг вируса и появление симптомов заболевания, сходных с реинфекцией у человека. Альтернативу мышам представляют белые кролики и морские свинки. Однако эти животные не поддерживают развитие CD8+ Т-клеточного ответа. Решением данной проблемы является использование трансгенных животных, синтезирующих молекулы HLA человека [41]. In vitro модели для изучения ВПГ-1-инфекции. In vitro ВПГ-1 размножается в разных культуральных системах: монослойный эпителий клеток почки кролика, обезьяны, эпителий роговицы кролика, клетки линий Hela и Vero, фибробласты куриного эмбриона и человека [46]. Все перечисленные культуры, а также многие другие способны поддерживать in vitro цикл литической репликации ВПГ-1. На данный момент основные проблемы моделирования ВПГ-1-инфекции связаны с вопросами латентной персистенции вируса и его реактивации, а также некоторых особых состояний, возникающих в процессе заболевания, например, герпетического кератинита. In vitro модели латентного состояния и реактивации ВПГ-1 основаны на применении В-лимфоцитов или фибробластов человека, клеток мышиной нейробластомы, а также первичных нейронов крысы [39, 44, 47, 48]. Для моделирования латентного состояния вируса клетки, содержащие ВПГ-1, помещают в неестественные условия (например экстремальные температуры культивирования) или добавляют в культуральную среду агенты, предотвращающие репликацию вируса и синтез вирусных 176 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 белков [49, 50]. В качестве агента может выступать ацикловир [44] или фактор роста нервов [51–53]. Вследствие развития естественной латентной ВПГ-1-инфекции в нервных узлах исследования на лимфоцитах и фибробластах являются не репрезентативными [39]. Естественный тропизм ВПГ-1 к нервным клеткам определяет сложность в исследовании заболевания в связи с тем, что получение нервной ткани человека является труднорешимой задачей. Альтернативой является использование первичных нейронов крыс, полученных при иссечении верхних шейных узлов симпатического ствола [44] или неонатального дорзального корневого ганглия [39]. Получение такой культуры – трудоемкий процесс. Часто культура контаминировна клетками опорной ткани. Тем не менее, такие модели in vitro проявляют все отличительные признаки латентной инфекции при заражении ВПГ-1 в присутствии ингибиторов вирусной репликации. Для реактивации вируса достаточно удалить ингибитор из системы. Еще одним важным преимуществом такой модели является возможность использования диких штаммов ВПГ-1 взамен мутантных вариантов вируса, не способных к продуктивной репликации [54–56]. Клетки культуры ткани крысиной фиохромацитомы РС12 в присутствии фактора роста нервов способны дифференцироваться и приобретать многие биохимические свойства клеток периферической нервной системы [57, 58]. В дифференцированных клетках линии PC12 развитие ВПГ1-инфекции соответствует ее латентному течению in vivo [59]. Реактивация вирусной инфекции достигается удалением фактора роста нервов из системы. При этом клетки РС12 проходят морфологическую дедифференцировку с последующей активацией литического цикла репликации вируса. Такие клетки впоследствии погибают [39] Реактивация литического цикла ВПГ-1 в клетках линии РС12 возможна и при совместном культивировании с незараженными первичными фибробластами роговицы человека, эпителиальными клетками роговицы человека, клетками линии гепатобластомы человека HepG2, а также фибробластами почечной ткани обезьяны CV-1 в определенных условиях. Совместное культивирование инфицированных и неинфицированных клеток воспроизводит условия латентной персистенции ВПГ-1 in vivo. В естественных условиях реактивация вируса из нейронных клеток происходит при тесном контакте и взаимодействии клеток различного типа. В данной модели совместно культивируемые клетки могут являться источником сигнала активации вируса. При этом стимуляция реактивации ВПГ-1 в клетках РС12 при совместном культивировании не зависит от присутствия фактора роста нервов или технических манипуляций с клетками (трипсинизации или пассирования) [39]. In vitro моделирование особого состояния – герпетического кератинита – проводится путем заражения монослойного эпителия роговицы вирусом ВПГ-1. Данный подход прост и обеспечивает быстроту проведения эксперимента. Однако он мало репрезентативен в отношении воспроизведения уникальных физиологических реакций, возникающих при взаимодействии зараженных и незараженных вирусом клеток. Решением проблемы является использование модели, основанной на органотипической культуре интактной роговицы глаза, инфицируемой ВПГ-1. Использование подобной модели позволяет делать достоверные заключения относительно механизмов возникновения заболевания и персистенции вируса, основанные на физиологии оригинальной ткани [45]. Вирус простого герпеса второго типа Эпидемиология и клинические проявления. Заражение ВПГ-2 обычно происходит после начала половой жизни. Носителями вируса являются более 30% городского населения. Как и в случае ВПГ-1, для заражения ВПГ-2 необходим контакт кожи или слизистой с отделяемым или содержимым герпетических пузырьков. Заболевание чаще регистрируется у женщин, чем у мужчин [60]. Возможно внутриутробное заражение плода, вероятность которого значительно возрастает при первичном инфицировании матери. Заболевание генитальным герпесом может носить бессимптомный характер (до 60% инфицированных лиц) с сохранением возможности передачи вируса при контактах. Бессимптомное выделение вируса чаще всего наблюдается в течение нескольких лет после первичного инфицирования [17]. ВПГ-2 вызывает характерные поражения гениталий (слизистой оболочки полового члена, вульвы, влагалища, цервикального канала). Заболевание носит рецидивирующий характер, вызывая герпетические поражения слизистых оболочек, кожи и глаз. При этом частота рецидивов возрастает у иммунокомпрометированных лиц. Спектр осложнений при ВПГ-2-инфекции включает в себя герпетические поражения нервной системы, висцеральные формы заболевания (пневмонии, гепатит и т. п.) и генерализованный герпес новорожденных при внутриутробном инфицировании. Стоит отметить, что характер и местоположение высыпаний, возникающих при заражении ВПГ-1 и ВПГ-2, зависит не от типа вируса, а от места его локализации. Жизненный цикл вируса. ВПГ-2 практически идентичен ВПГ-1. На молекулярном уровне разница между этими двумя вирусами заключается в строении двух поверхностных белков – гликпротеинов gC и gG. Вирусы проявляют схожую стратегию инфицирования. ВПГ-2 непосредственно поражает эпителий гениталий и проходит репликацию внутри клеток. Затем он поражает прилегающие эпителиальные клетки и клетки других типов, 177 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 расположенных под слоем инфицированного эпителия. Миграция ВПГ-2 в периферические чувствительные ганглии сопровождается латенцией вируса. После реактивации вирус вновь реплицируется в эпителии гениталий, проникает в половые пути и может передаваться другим лицам [61]. Молекулярные механизмы, обеспечивающие переход ВПГ-2-инфекции в латентное состояние и реактивацию, до конца не известны. Полагают, что они аналогичны механизмам, характерным для ВПГ-1 [62, 63]. In vitro модели для изучения ВПГ-2-инфекции. Для изучения процессов латентного инфицирования и реактивации ВПГ-2 используют подходы, аналогичные ВПГ-1. Особенности культивирования ВПГ-2 и моделирования инфекции in vitro обусловлены морфологическими и функциональными отличиями эпителиальных клеток, выстилающих различные компартменты половых путей – первичного сайта репликации вируса. Многослойный эпителий нижних половых путей женщины лучше обеспечивает защиту от вирусной инвазии, чем однослойный эпителий, выстилающий верхние половые пути [64–66]. При изучении репликации ВПГ-2 in vitro часто используют культуры первичных эпителиальных клеток женских половых путей. Полученные клетки выращивают на матрикс-геле, что позволяет клеткам приобретать поляризованную морфологию, сходную с таковой in vivo. Такая культура жизнеспособна в течение 2 недель, а ее клетки могут быть инфицированы ВПГ-2 как с апикальной, так и с базолатеральной стороны [67]. Первичная природа, гомогенность и чистота эпителиальной культуры in vitro – полезные свойства, позволяющие проводить унифицированные исследования механизмов взаимодействия ВПГ-2 с клетками хозяина. Однако такая модель не учитывает влияние микроокружения генитального тракта. Включение в систему дополнительных первичных клеток, например, фибробластов стромы или мононуклеарных клеток периферической крови, расширяет спектр применения модели и повышает ее релевантность [68]. Для изучения влияния ВПГ-2 на половые клетки in vitro применяют органную культуру семенников мышей и фрагментов яичек человека. Архитектоника органа и морфология половых клеток поддерживается в искусственных условиях на протяжении 16 суток. Отмечено, что жизнеспособность органной культуры яичка человека выше, чем семенника мыши. Однако обе культуры являются восприимчивыми к заражению ВПГ-2 и поддерживают его репликацию. Исследования органной культуры позволяют выявить зависимость восприимчивости половых клеток к ВПГ-2 от их зрелости [69, 70]. Для изучения особенностей иммунного ответа хозяина на инвазию ВПГ-2 используют совместное культивирова- ние кератиноцитов и мононуклеарных клеток периферической крови In vitro инфицированные вирусом кератиноциты способны стимулировать пролиферацию лимфоцитов за счет секреции противовирусных и воспалительных цитокинов [71]. Секреция цитокинов характерна для кератиноцитов, инфицированных ВПГ-2, независимо от присутствия лимфоцитарных клеток. Вместе с тем, только совместное культивирование позволяет оценить влияние эпителиальных клеток на клетки иммунной системы. Вирус ветряной оспы Эпидемиология и клинические проявления. Вирус ветряной оспы (ВВО) – высококонтагиозный инфекционный агент. Вирус поражает преимущественно детей в возрасте 5-9 лет. С возрастом восприимчивость людей к вирусу снижается. Серологические исследования показывают носительство ВВО у 95% людей по всему миру [72]. Вирус передается воздушно-пылевым путем. Инфицирование новорожденных возможно при инфицировании матери в последние 5 суток перед родами или в течение 2 суток после них. Первичная ВВО-инфекция проявляется в виде везикулярной сыпи и носит название «ветряная оспа». Заболевание опасно вследствие развития осложнений, наиболее часто возникающих у иммунокомпрометированных лиц. Среди осложнений возможны поражения центральной нервной системы (серозный менингит, энцефалит, поперечный миелит, синдром Гийена-Барре и др.), ветряночная пневмония, миокардит, артрит, острый гломерулонефрит. Также при расчесывании кожи возможна бактериальная суперинфекция, возбудителями которой обычно служат Streptococcus pyogenes и Staphylococcus aureus. При возникновении осложнений, а также при инфицировании новорожденных летальность достигает 15–30% [19]. Другое заболевание, «опоясывающий лишай», возникает вследствие вторичной реактивации вируса ВВО. Заболеваемость носит спорадический характер и развивается с высокой частотой у лиц старше 50 лет [73, 74]. Опоясывающий лишай проявляется односторонней везикулярной сыпью, обычно сочетающейся с сильной болью. Возможно развитие глазной формы заболевания или синдрома Ханта. Как и в случае ветряной оспы, опоясывающий лишай может быть осложнен поражением центральной нервной системы, менингоэнцефалитом, первичным нейроваскулитом и постзостерной невралгией. Чаще всего осложнения возникают на фоне иммунодефицита [73, 75]. Летальный исход в результате осложнений опоясывающего лишая, как правило, не возникает, однако у лиц, перенесших трансплантацию костного мозга, случаи заболевания не только встречаются чаще, но и могут приводить к смерти [76]. 178 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 Жизненный цикл вируса. Во время инкубационного периода ВВО распространяется в региональные лимфатические узлы и поражает Т-клетки, которые транспортируют вирионы в кожные покровы [77]. Там они эффективно реплицируются в эпителиальных клетках и фибробластах, вызывая типичную ветряную сыпь. Во время первичной инфекции ВВО инфицирует черепные и спинномозговые узлы (дикие штаммы вируса) или периферические узлы нервной системы (вакцинальные штаммы), где переходит в латентное состояние [78]. К реактивации способны и дикие, и вакцинальные штаммы. Латентность ВВО характеризуется персистенцией кольцевого вирусного генома в свободном состоянии и в ассоциации с гистонами [79]. При этом 70% вирусных генов остаются транскрипционно неактивными [80], а остальные транскрибируются в небольшом количестве [81, 82]. Ограниченно экспрессируются как ранние гены, так и гены, ответственные за литическую репликацию ВВО, включая открытые рамки считывания ORFs 4,21,29,62,63 и 66 [73, 83, 84]. Гены поздней группы, включая ORFs 31, в латентном состоянии не экспрессируются. Локализация кожных высыпаний при реактивации ВВО предполагает распространение вируса в кожу путем аксонального транспорта вдоль нервных окончаний одного или двух сопряженных нервных узлов. Данный факт говорит о преимущественном интраганглиозном распространении ВВО – феномен, не характерный для реактивации ВПГ-1 или ВПГ-2 [85]. На периферии трансфер реактивированного вируса из аксонов приводит к репликации ВВО в эпидермальных клетках, межклеточному распространению инфекции и возникновению клинических симптомов. ДНК ВВО обнаружена в лимфоцитах тимуса, как в неактивном, так и в активном состоянии. Показана репликация немедленно ранних, ранних и поздних генов, а также синтез вирусных белков во всех Т-клеточных субпопуляциях тимуса, включая CD4+ и CD8+ Т-лимфоциты [86]. Циркулирующие инфицированные Т-клетки также могут служить резервуаром реактивации ВВО [87]. Животные модели для изучения ВВО-инфекции. ВВОвирус поражает исключительно людей, поэтому удовлетворительной животной модели для изучения латентной персистенции и реактивации заболевания на данный момент не существует [88, 89]. Попытки инфицирования вирусом ВВО мышей [90], крыс [91] и морских свинок [92] приводят к возникновению сероконверсии. При этом вирус не проходит полный цикл репликации и не переходит в латентное состояние. Применение подобных моделей для исследования латентного состояния и реактивации ВВО требует прямого аксонального инфицирования нейронов [85] и не может считаться удовлетворительным. Адекватная модель in vivo формируется при инфицировании приматов вирусом обезьяньей оспы Simian Varicella Virus. Вызываемое заболевание по клиническим, патологическим, иммунологическим и вирусологическим свойствам соотносится с ВВО-инфекцией человека [93]. Применение данной модели обеспечило важную информацию относительно патогенеза заболевания и латентного течения инфекции у иммунокомпетентных хозяев, однако высокая стоимость и низкая доступность животных ограничивает ее применение. Для in vivo моделирования ВВО-инфекции используют иммунодефицитных мышей с трансплантированными им фрагментами кожи, тимуса или печени человека [94]. Такие модели являются базовыми при изучении первичной ВВО-инфекции, сопровождающейся поражением Т-клеток или профессиональных антиген-презентирующих клеток с дальнейшей виремией и распространением вируса в кожные покровы [95]. Также используют иммунодефицитных морских свинок, применяя специально адаптированные штаммы ВВО [96]. В дальнейшем, применение экспериментальных in vivo моделей иммунодефицитных животных с трансплантированными нервными тканями человека [97] позволит более подробно изучить аспекты нейротропизма ВВО и его латентной персистенции в нервных узлах. In vitro модели для изучения ВВО-инфекции. При in vitro культивировании ВВО обладает высокой избирательностью в отношении вида и типа клеток. Наиболее эффективно вирус размножается в клетках человека, включая большинство постоянных клеточных линий фибробластов. Распространение вируса по монослою осуществляется при помощи межклеточных контактов с образованием мегаполикариоцитов и формированием синцития [98]. Уровень производства свободных вирусных частиц в подобных системах очень низок [87]. Самый высокий титр свободных ВВО-частиц по отношению к количеству клеток получают, культивируя вирус на клетках линий MeWo (фибробласты кожи), MRC-5 (эмбриональные фибробласты легкого) и ARPE (пигментированный эпителий сетчатки) [85]. Следует отметить, что культивирование вируса возможно и в некоторых клеточных линиях животного происхождения: эмбриональных клетках морской свинки, эпителиальных клетках почки мартышки. С меньшей эффективностью ВВО поражает ВЭБ-трансформированные В-клетки и клеточные линии нейронального происхождения [88, 99]. Репликацию ВВО поддерживают культуры клеток, богатые астроцитами и Шванновскими клетками, хотя распространение вируса в культуре происходит значительно медленнее, чем при инфицировании фибробластов. Кроме того, наблюдаются отличия во внутриклеточной локализации некоторых вирусных антигенов [88]. 179 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 Клеточные линии нейробластомы человека (IMR-32) и мыши (Neuro-2A) восприимчивы к ВВО-инфекции и могут служить основой для in vitro моделирования латентной персистенции и реактивации вируса. При этом культивирование вируса в клетках человека сопровождается активным высвобождением инфекционных частиц в культуральную среду и обильным лизисом клеток, что приводит к их гибели. Культура нейробластомы мыши, напротив, демонстрирует длительное инфицирование по латентному типу без продукции вирионов или ВВО-специфических протеинов, но с сохранением экспрессии немедленних ранних и поздних вирусных генов [100]. Изучение инфицирования и реактивации ВВО в нейронах in vitro проводится на модели первичных нервных клеток человека, латентно инфицированных вирусом при жизни донора. Чаще всего в качестве материала используют тройничный нервный узел, после культивирования клеток которого наблюдается усиление продукции вирусной ДНК [101]. Эмбриональные ганглии задних корешков человека свободны от ВВО-инфекции и используются для in vitro моделирования первичного поражения вирусом нервной ткани и установления его латентной персистенции [89]. Однако такие недостатки культуры, как низкая продолжительность жизни, ограниченный доступ к источнику материала и вариации в зависимости от свойств донора, ограничивают применение первичных нейронов человека. В качестве альтернативы используют первичные нейроны крысы. Диссоциированные в культуре, они становятся восприимчивы к ВВО-инфекции, что сопровождается транскрипцией немедленных ранних, ранних и поздних генов с преимущественным синтезом маркеров латентного состояния и отсутствием литической репликации вируса в клетках [100]. ВВО не поражает эмбриональные плюрипотентные стволовые клетки человека in vitro [102]. При определенных условиях данные клетки дифференцируют для получения культуры, содержащей большое количество нейронов [101]. Такие культуры поддерживают ВВО-инфекцию и представляют собой модель, используемую для изучения аксонального транспорта вируса из нейронов в эпителий кожи. В подобных культурах не происходит вирус-индуцированного лизиса клеток, инфекция развивается по латентному типу. Применение модели на основе плюрипотентных стволовых клеток ограничено дороговизной получения клеток, сложностью их культивирования, а также недолговечностью [103]. Также существует опасность инициации литической репликации вируса в культуре при ее недостаточной чистоте [102, 104, 105]. Удлинение срока жизни частично дифференцированных предшественников нейронов человека возможно при их переводе в тканеподобную культуру путем высеивания клеток на специфический трехмерный матрикс. Данная структура поддерживает жизнеспособность клеток в течение многих месяцев и повторяет некоторые характеристики нейронов тройничного узла человека. При in vitro инфицировании клеток свободным вирусом ВВО наблюдается репликация вирусного генома и продукция небольшого количества вирусных частиц. Отличие от двухмерных культур состоит в том, что клетки в данной модели не подвергаются лизису [88, 259], что говорит о латентном характере персистенции вируса. Такая трехмерная in vitro модель используется для изучения жизненного цикла ВВО, характера взаимоотношений вируса и клеток нервной ткани при хронической инфекции. Система также позволяет добавлять аутологичные ВВО-специфические CD8+ Т-клетки для имитации иммунного ответа и элиминации активно продуцирующих вирус клеток [89]. Первичные Т-клетки, выделенные из периферической или пуповинной крови [99, 106], а также постоянные клеточные линии Т-лимфобластоидного происхождения (Jurkat и др.) восприимчивы к in vitro инфицированию ВВО. Однако размножение ВВО неэффективно в покоящихся Т-лимфоцитах. Усиление выраженности инфекционного процесса и стимуляция образования вирусного потомства в лимфоцитах достигается за счет совместного культивирования с ВВО-инфицированными фибробластами человека или эпителиальными клетками линии HeLa [97]. При изолировании первичных Т-клеток миндалин человека и последующем их инфицировании in vitro ВВО наблюдается продуктивная инфекция. Следует отметить, что CD4+ Т-клетки памяти более восприимчивы к ВВО, чем покоящиеся наивные CD4+ Т-лимфоциты. Данный факт свидетельствует о необходимости учета характера экспрессии поверхностных молекул Т-клетками при in vitro моделировании ВВО-инфекции. При совместном культивировании первичных тонзиллярных лимфоцитов и клеток меланомы продукция вирусных частиц также усиливается. Предполагается, что введение в такие модели клеток эпителиального происхождения компенсирует недостаток факторов образования и передачи вируса [87]. Особенности моделирования инфекций, вызванных бетагерпесвирусами Цитомегаловирус Эпидемиология и клинические проявления. Инфекция, инициированная ЦМВ, широко распространена и характеризуется разнообразными проявлениями от бессимптомного носительства до тяжелых генерализованных форм с поражением центральной нервной системы и внутренних органов. Наличие антител к ЦМВ выявляется у 60–90% населения земного шара. В некоторых странах Африки и Дальнего Востока число серопозитивных лиц 180 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 достигает 100%. Вирус детектируется во многих физиологических жидкостях: слюне, молоке, моче, испражнениях, крови, сперме и секрете шейки матки [107]. Передача возбудителя осуществляется при бытовых контактах, половым и трансфузионным путями. Возможно внутриутробное заражение плода при бессимптомном протекании инфекции у матери. Наиболее уязвимы для инфекции дети до 5 лет (постнатальное заражение от матери или заражение при контактах с другими детьми) и лица в возрасте 16–30 лет (половой путь передачи) [108]. ЦМВ-инфекция относится к оппортунистическим инфекциям [109]. У иммунокомпетентных лиц инфекция протекает бессимптомно, иногда сопровождается признаками инфекционного мононуклеоза. У иммунокомпрометированных лиц генерализация ЦМВ-инфекции может представлять угрозу для жизни. Осложнения ЦМВинфекции приводят к развитию мононуклеоза, ретинита, интерстициальной пневмонии, злокачественным новообразованиям желудочно-кишечного тракта и мочеполового тракта, нарушениям психомоторного развития детей, умственной отсталости и многим другим заболеваниям [110]. Важную роль отводят ЦМВ в развитии реакции «трансплантант против хозяина» при пересадке внутренних органов и костного мозга [111, 112, 113]. Первичная инфекция на ранних сроках беременности вызывает тяжелые поражения внутренних органов новорожденных с возможностью летального исхода до 20%. Жизненный цикл вируса. Спектр клеток, поддерживающих репликацию ЦМВ in vivo, чрезвычайно широк. Вирус поражает эпителиальные клетки железистых и слизистых тканей, клетки соединительной ткани в различных органах, гепатоциты, клетки гладкой мускулатуры, а также эндотелиальные клетки сосудов и различные популяции лейкоцитов [114–118]. Фактически, при развитии острой ЦМВ-инфекции может поражаться любой орган. Наибольшая степень образования свободных вирусных частиц наблюдается в слюнных железах [119–121]. У здоровых носителей ЦМВ, не проявляющих клинических симптомов заболевания, репликация вируса находится под контролем клеток иммунной системы хозяина, включая CD4+ и CD8+ Т-клетки [122]. Т-клетки активируются при контакте с ЦМВ-инфицированными эндотелиальными клетками сосудов [123–126]. При этом активация клеток иммунной системы не требует экспрессии аутологичных рецепторов HLA II класса на поверхности эндотелиальных клеток [127]. Инфицирование ЦМВ моноцитов и гранулоцитов периферической крови носит латентный характер [115, 128]. Наряду с этим возможен литический тип репликации вируса при дифференцировке моноцитов в тканевые макрофаги, сопровождающийся высвобождением инфекционного потомства [129–131]. При этом латентно инфицированные лейкоциты циркулируют в крови и могут служить источником распространения ЦМВ во все органы и ткани организма, участвуя в реактивации и диссеминации вируса в период обострения. Эндотелиальные клетки сосудов играют особую роль в распространении ЦМВ. Во время циркуляции вируса они поддерживают продуктивную инфекцию и служат источником вновь синтезированных вирусных частиц [132–134]. Инфицированные ЦМВ эндотелиальные клетки могут циркулировать в крови в виде цитомегалических клеток, способствуя дальнейшей диссеминации вируса [134, 135]. Следует отметить, что инфицированные ЦМВ гранулоциты не участвуют в трансфере вируса через цитотрофобласт. Однако эндотелиальные клетки способны служить источником внутриутробного заражения плода [136]. Инфицированный эндотелий также играет роль в модуляции воспалительного ответа и развитии сосудистых заболеваний вследствие генерализации ЦМВ-инфекции при трансплантации органов [125]. Как и в случае других представителей семейства Herpesviridae, латентное состояние ЦМВ связано с ограниченной экспрессией вирусных генов. В латентном состоянии в инфицированных вирусом клетках экспрессируются лишь неструктурные гены. Тем не менее, клетки сохраняют восприимчивость к ЦМВ-инфекции и способны перейти к полному репликативному циклу после дифференцировки [129, 137, 138]. Животные модели для изучения ЦМВ-инфекции. Недостаток экспериментальных животных моделей in vivo для исследований ЦМВ-инфекции на сегодняшний является серьезной проблемой. Как и другие бета-герпесвирусы человека, ЦМВ проявляет высокую специфичность к виду хозяина и в организме животных не реплицируется на детектируемом уровне. К тому же иммунный ответ мелких грызунов на инвазию вируса сильно отличается от такового у человека [139–141]. In vivo ведущей животной моделью для изучения патогенеза ЦМВ являются мыши. По ряду характеристик ЦМВинфекция грызунов напоминает таковую человека (сходный тропизм, патогенез острой стадии заболевания, латентной персистенции и способности к реактивации) [142]. Различия касаются сайтов латентной персистенции вируса и набора вирусных генов, необходимых для реактивации ЦМВ грызунов [143–145]. Несмотря на недостатки, данная экспериментальная модель является на сегодняшний день ведущей при изучении патогенеза ЦМВ. Неспособность вируса ЦМВ грызунов проникать через плаценту затрудняет исследования внутриутробного поражения ЦМВ на животных [146, 147]. На данный момент для решения этой проблемы вирус вводят непосредственно в 181 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 плод на средних сроках беременности либо в просвет полости матки во время имплантации эмбрионов [148]. In vitro модели для изучения ЦМВ-инфекции. In vitro широкий спектр первичных культур клеток человека поддерживают полный цикл репликации ЦМВ, включая фибробласты кожи и легких, гладкие мышцы сосудов [149], эпителиальные клетки сетчатки [150], гепатоциты [151], нейроны и глиальные клетки мозга [152], эпителиальные клетки почки [153], дендритные клетки моноцитарного происхождения [154], эндотелиальные клетки сосудов [154, 155], клетки плаценты трофобласта [156], дифференцированные макрофаги моноцитарного происхождения [129]. Постоянные клеточные линии моноцитарных, глиобластомных, эпителиальных клеток и иммортализированных фибробластов также инфицируются различными штаммами ЦМВ [138, 157, 158]. Первичные культуры и постоянные клеточные линии фибробластов кожи человека и эмбриональных фибробластов легкого применяют для получения высоких титров лабораторных штаммов и клинических изолятов ЦМВ во всем мире. Данная система является общепризнанным стандартом, с которым сравнивают эффективность других модельных систем и подходов к in vitro культивированию ЦМВ [159]. Клетки животного происхождения также инфицируются ЦМВ in vitro, но инфекционный процесс не сопровождается репликацией вируса [160]. Исключение составляют фибробласты шимпанзе, которые активно продуцируют вирусное потомство при инфицировании лабораторным штаммом ЦМВ Towne [161]. Другие модели ЦМВинфекции основаны на применении первичных клеток мелких животных и требуют применения других вариантов ЦМВ для получения литической репликации вируса в культуре [162, 163]. Первичные эндотелиальные клетки сосудов и постоянные клеточные линии эндотелиального происхождения поддерживают литическую репликацию вируса на более низком уровне, чем фибробласты, инфицированные лабораторными штаммами ЦМВ [164]. Эндотелиальные клетки разного происхождения отличаются по восприимчивости к ЦМВ-инфекции in vitro [165, 166]. В эндотелиальных клетках аорты и вен эффективность ЦМВинфекции выше, чем в эндотелиоцитах микрососудов, сопровождается более длительной персистенцией вируса в культуре с высокими титрами его содержания в супернатанте [167]. Результаты, полученные на in vitro моделях с применением монослойной культуры эндотелиальных клеток, дополняют наши знания о молекулярных механизмах, лежащих в основе ЦМВ-инфекции. Подобные модели не учитывают пространственной ориентации и сложного взаимодействия эндотелиальных и иммунокомпетентных клеток организма [110]. Совместное культивирование поляризованных эндотелиальных клеток и свободных мононуклеарных клеток может в дальнейшем прояснить вопрос о преимущественном типе распространения ЦМВ [168, 169]. Использование непродуктивного штамма ЦМВ, не обладающего тропизмом к эндотелиальным клеткам или инактивированного УФ-облучением, при смешанном культивировании применяется для изучения влияния латентно инфицированных клеток внутренней выстилки сосудов на активацию иммунокомпетентных клеток [170, 171]. Для in vitro моделирования ЦМВ-инфекции с использованием разных типов клеток необходимо учитывать клеточный тропизм штаммов вируса. Точечные мутации вирусного генома в рамках считывания UL128, UL130, UL131A (области, отвечающие за формирование поверхностных гликопротеиновых комплексов вирусной оболочки) изменяют тропизм штаммов ЦМВ, снижая сродство вируса к эндотелиальным клеткам. При этом тропизм мутантных штаммов к фибробластам сохраняется [172–175]. Большинство лабораторных штаммов ЦМВ после многочисленных пассажей (AD169, Towne, Toledo и др.) обладают способностью эффективно инфицировать фибробласты человека в отличие от клеток эндотелиального происхождения [176]. В генах UL128, UL130 и UL131A таких штаммов присутствуют одна или две точечные мутации [177, 178]. Трансфекция вирусных генов дикого типа в клетки способствует повышению тропизма лабораторных штаммов к эндотелиальным клеткам. При этом в культурах инфицированных фибробластов наблюдается снижение уровня образования вирусного потомства и медленное распространение вируса в клетках [172, 175]. Штаммы ЦМВ, изолированные из клинического материала и не прошедшие длительного пассирования в лабораторных условиях, in vitro обладают повышенным тропизмом к клеткам эпителиального происхождения. Инфицирование культуры свежевыделенными штаммами ЦМВ не приводит к активной продукции вируса в супернатант, но способствует его распространению посредством межклеточных контактов [167, 179]. Предположительно, дикие штаммы ЦМВ изначально представляют собой смесь мутированных и немутированных вариантов, обладающих in vitro тропизмом, как к эндотелиальным клеткам, так и к фибробластам [180–184]. Пассирование смешанных штаммов вируса на клетках одного типа приводит к эффективному отбору мутантных (при пассировании на культуре фибробластов) или немутированных (при пассировании на культуре эндотелиальных клеток) вариантов ЦМВ с различным тропизмом [176, 185]. 182 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 Следует отметить, что отсутствие мутаций в вирусных генах, кодирующих гликопротеиновый комплекс, определяет тропизм штаммов ЦМВ не только к эндотелиальным клеткам, но и к клеткам эпителиального происхождения, макрофагам, гранулоцитам и дендритным клеткам in vitro [131, 154, 177, 186]. Герпесвирус человека шестого типа Эпидемиология и клинические проявления. Герпесвирус человека (ГВЧ-6) – один из недавно открытых представителей подсемейства бетагерпесвирусов человека. Вирус инфицирует более 80% населения, преимущественно детей в младенчестве и раннем возрасте (1–2 года) [187, 188]. Вероятнее всего ГВЧ-6 передается через слюну [188]. Не исключен половой путь передачи, поскольку вирус выделяется из секрета шейки матки и вагинальных секретов [189, 190]. На основе картирования энзимов рестрикции, реакции моноклональных антител и культуральных свойств вируса выделяют два основных варианта ГВЧ-6 (А и В), имеющих различное клиническое значение [191, 192]. Наиболее распространено бессимптомное носительство вируса. Клинически заражение ГВЧ-6В является причиной внезапной экзантемы и других лихорадочных заболеваний у детей [193, 194], может усиливать течение инфекционного мононуклеоза у взрослых [195]. Частым проявлением осложнений является супрессия функций костного мозга [196], развитие интерстициальной пневмонии [197], поражения центральной нервной системы [198, 199]. Особенно выражены осложнения ГВЧ-6В-инфекции, проявляющиеся у пациентов, перенесших трансплантацию органов и костного мозга [200]. При реактивации в условиях ослабленного иммунитета вирус может вызвать развитие новообразований [190, 201, 202]. ГВЧ-6А чаще обнаруживается у ВИЧ-инфицрованных пациентов и лиц, страдающих СПИДом [192, 203]. Жизненный цикл вируса. ГВЧ-6 – лимфотропный вирус. Он обладает повышенным тропизмом к CD4+ Т-клеткам [204] и моноцитам [205], ограниченно реплицируется в CD8+ Т-клетках, НК-клетках и макрофагах [206]. Несмотря на то, что изначально ГВЧ-6 считался вирусом В-лимфомы человека [207], самостоятельно он не реплицируется в В-клетках, а требует дополнительного инфицирования данной субпопуляции лимфоцитов ВЭБ [192]. Продукция некоторых вирусных антигенов обнаружена в эпителиальных клетках почек и слюнных желез, а также клетках мозга [208–211]. В большинстве случаев ГВЧ-6 пребывает в клетках в латентном состоянии, характеризующемся репликацией двух генов немедленной ранней группы (U90 и U94) и синтезом немедленного раннего антигена IEA/ex 3 в ядре инфицированных клеток. Экспрессия позднего гена OHV-3 и продукция инфекционных частиц в латентном состоянии не обнаружена [212]. Реактивация вируса чаще всего выявляется в условиях, приводящих к активации Т-клеток [213]. ГВЧ-6 способен как усиливать, так и подавлять репликацию ВИЧ [214–217]. Вирус обладает сродством к молекуле CD4+ и может индуцировать ее синтез на зрелых CD8+ лимфоцитах и НК-клетках [218], тем самым увеличивая восприимчивость данных субпопуляций лимфоцитов к инфицированию ВИЧ. In vitro модели для изучения ГВЧ-6-инфекции. ГВЧ-6, in vitro инфицирующий культуры клеток, получают путем активации латентного вируса в Т-клетках периферической крови несколькими способами. Добавление фитогемагглютинина [219] или интерлейкина-2 [220] приводит к активации Т-лимфоцитов и последующей реактивации вируса. Химический метод активации вируса заключается в обработке латентно инфицированной культуры клеток форболовыми эфирами или 12-О-тетрадеканоилфорбол13-ацетатом [221]. Интересно, что инфицирование культуры мононуклеарных клеток ГВЧ-7 также приводит к реактивации ГВЧ-6. При дальнейшем пассировании культуры ГВЧ-6 продолжает продуцироваться в супернатант, а репликация ГВЧ-7 прекращается [213]. ГВЧ-6 легко поддается in vitro культивированию, оказывая на клетки выраженный цитопатический эффект [206, 222]. Вирус активно реплицируется в первичных мононуклеарных клетках периферической и пуповинной крови. В гетерогенных культурах мононуклеарных клеток восприимчивыми к вирусу являются CD4+ Т-лимфоциты, а также CD4-CD3+CD8+ и CD4-CD3- НК-клетки [217]. Молекула CD4 не является необходимым рецептором для инвазии ГВЧ-6. Ингибирование данного рецептора не предотвращает in vitro заражения вирусом [220]. Постоянные клеточные линии также поддерживают литическую репликацию ГВЧ-6. Все изоляты вируса растут in vitro в клетках T-лимфоцитарного (CEM, H9, Jurkat, HSB2, SupT1, MolT-3, J-Jhan, MT-4 и др.), моноцитарного (HL60, U937) происхождения, а также в ВЭБмодифицированных В-клеточных линиях (Raji, RAMOS, L4, WHPT) [221, 223]. Мононуклеарные клетки периферической и пуповинной крови, а также постоянные клеточные линии Т-лимфобластоидного происхождения являются самыми восприимчивыми к ГВЧ-6 in vitro системами. Даже в таких культурах продукция вирусов в супернатант не превышает 104 частиц на миллилитр. Для сравнения, продуктивность ВПГ-1 в таких же системах составляет 109–1010 частиц на миллилитр культуральной среды [220]. Варианты ГВЧ-6 А и В обладают различным in vitro тропизмом. ГВЧ-6В реплицируется в менее дифференцированных клеточных линиях (например, MolT-3), чем ГВЧ- 183 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 6А (например, HSB-2). Для роста и размножения ГВЧ-6В в первичных мононуклеарных клетках крови требуется их предварительная активация. Различия между вариантами ВГЧ-6 обусловлены разными механизмами регуляции транскрипции немедленных ранних генов [220]. Помимо лимфоцитарных, ГВЧ-6 может реплицироваться во многих клеточных линиях эпителиального, эндотелиального и нейронного происхождения человека и животных. Исключение составляют клетки мезенхимного происхождения [224]. Применение нелимфоцитарных клеточных линий для in vitro культивирования ГВЧ-6 лимитируется низким уровнем репликации вируса [210, 225, 226, 227]. Для изучения роли ГВЧ-6 в патогенезе расстройств центральной нервной системы применяют клеточные линии глиобластомы (U251), которые инфицируются свежевыделенным ГВЧ-6В. Клетки линии не поддерживают полного цикла репликации вируса in vitro. Экспрессия вирусных генов ограничивается немедленными ранними генами. Следовательно, данная модель поддерживает латентное течение ГВЧ-6-инфекции. Реактивация вируса проводится химическим методом с восстановлением экспрессии генов ранней и поздней групп [212]. Изучение формирования латентной инфекции ГВЧ-6 с последующей реактивацией вируса также возможно в культуре моноцитов [205] и клетках эндотелия пупочной вены [228]. Клеточные линии миелоидного происхождения (SAS413 и SAS527) способны поддерживать латентную персистенцию вируса in vitro. При этом в культуре SAS527 (миелоидные клетки моноцитарного ряда) возможна реактивация ГВЧ-6В, а в культуре клеток не моноцитарного ряда SAS413 реактивация неэффетивна. В то же время ГВЧ-6А активно реплицируется в линии SAS413 с высокой продукцией вирусных частиц, а в клетках линии SAS527 инфекция сопровождается незначительным высвобождением вируса в супернатант [221]. Таким образом, при моделировании латентной инфекции и реактивации вируса in vitro должны учитываться тип клеток культуры, степень их дифференцировки и специфические свойства вариантов ГВЧ-6. Герпесвирус человека седьмого типа Эпидемиология и клинические проявления. ГВЧ-7 инфицировано более 85% городского населения [222]. Первично вирус поражает детей в возрасте до 3 лет [229, 230]. Предполагают, что вирус передается через слюну [231–235]. Также вирус обнаружен в секрете шейки матки [205]. Четкой ассоциации ГВЧ-7 с какими-либо заболеваниями не выявлено. Вероятно, как и в случае ГВЧ-6, первичная инфекция вызывает внезапную экзантему [146, 236], неспецифический лихорадочный синдром [237] и, при отсутствии коинфекции ГВЧ-6, ВЭБ или ЦМВ, возвратный мононуклеоз [238]. Реактивация вируса наблюдается после трансплантации почек и костного мозга [239, 240]. Обнаружена ассоциация ГВЧ-7 с развитием синдрома хронической усталости [241–243] и розовым лишаем [244]. Большинство клинических проявлений ГВЧ-7 связывают с его способностью активировать ГВЧ-6, особенно вариант ГВЧ-6В [245]. Жизненный цикл вируса. Биология ГВЧ-7 очень схожа с ГВЧ-6, вирусы проявляют высокую степень гомологии. Антитела против ГВЧ-6 от пациентов со СПИДом и лимфопролиферативными заболеваниями [207, 221, 233] обладают кросс-реактивностью с ГВЧ-7 [229,234, 246]. ГВЧ-7 определяется в CD4+ клетках периферической крови после активации Т-клеток фитогемагглютинином или другими факторами [206, 229, 247]. Из неактивированных лимфоцитов вирус не выделяется [248]. Основным сайтом персистенции вируса являются CD4+ лимфоциты. ГВЧ-7 использует молекулу CD4+ как рецептор, при этом снижая плотность его экспрессии на мембране клеток. Предполагают, что вирус ингибирует развитие ВИЧ-инфекции [249]. Характер латентной персистенции и реактивации ГВЧ-7 практически идентичен ГВЧ-6 [248]. In vitro модели для изучения ГВЧ-7-инфекции. In vitro культивирование ГВЧ-7 является более сложной задачей, чем культивирование ГВЧ-6. Размножение вируса тесно ассоциировано с клетками, проявляющими низкую интенсивность репликации вируса in vitro [210]. Развитие литической ГВЧ-7-инфекции оказывает in vitro цитопатический эффект на культуру клеток. По сравнению с ГВЧ-6инфекцией такой эффект менее выражен [222, 248]. Вирус лучше всего реплицируется in vitro в стимулированных фитогемагглютинином мононуклеарных клетках пуповинной крови и постоянных Т-клеточных линиях. Пораженные клетки в культуре демонстрируют характерный фенотип: они увеличиваются в размерах, приобретают многоядерность за счет слияния [219, 248]. Т-клеточные линии, используемые для in vitro культивирования ГВЧ-6 (HSB2, MoLT-3, J-Jhan, Jurkat), не способствуют образованию вирусных частиц ГВЧ-7, несмотря на выраженный цитопатический эффект и определение вирусной ДНК в культуре [248]. В настоящее время для изучения репликации ГВЧ-7 используют постоянную линию незрелых Т-клеток SupT1. Репликация вируса и синтез новых инфекционных частиц в клетках линии SupT1 проходит через все стадии морфогенеза. Супернатант инфицированной клеточной линии можно использовать для заражения других клеток [219]. Линия подходит для лабораторного накопления антигена ГВЧ-7, разработки противовирусных препаратов и других молекулярно-биологических исследований. 184 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 Особенности моделирования инфекций, вызванных гаммагерпесвирусами Вирус Эпштейна-Барр (ВЭБ) Эпидемиология и клинические проявления. ВЭБ – повсеместно распространенный герпесвирус человека, пожизненно персистирующий в более чем 90% популяции. Наиболее распространен в странах Африки и Азии. Первичное заражение происходит в молодом возрасте до 35 лет, чаще всего у детей 2–15 лет. Основной путь передачи заболевания – воздушно-капельный, возможны также контактный, алиментарный и трансфузионный пути [250]. Первичная ВЭБ-инфекция либо асимптоматична, либо вызывает развитие инфекционного мононуклеоза. Более опасны заболевания, возникающие в связи с хронической реактивацией и литической репликацией вируса: различные новообразования, включая лимфому Беркитта, Ходжинскую лимфому, СПИД-ассоциированные В-клеточные лимфомы, Т-лимфомы различного происхождения, назофарингеальную карциному и некоторые другие [251], а также трансплантационное лимфопролиферативное расстройство и волосистая лейкоплакия полости рта [252]. Жизненный цикл вируса. ВЭБ детектируется в тканях двух типов: эпителиальных клетках и В-лимфоцитах. Первоначально ВЭБ проникает в организм через слизистые оболочки ротоглотки. Предположительно, слизистый эпителий верхних дыхательных путей является первичным сайтом репликации ВЭБ [253]. В эпителиальных клетках вирус может латентно персистировать и периодически реплицироваться, распространяясь далее в В-клетки подлежащего слизистого эпителия [201, 254, 255]. Полагают, что в дальнейшем инфицированные В-клетки попадают в зародышевый центр и трансформируются в покоящиеся клетки памяти. В клетках ВЭБ переходит в латентное состояние, периодически реактивируясь для заражения новых В-клеток [254, 256, 257, 258]. Предположения, сделанные на основе математической модели инфекции, указывают на то, что покоящиеся ВЭБположительные В-клетки определяют ход инфекции, но не являются необходимым фактором для ее персистенции [259]. Возможно, лишь в небольшой доле латентно инфицированных ВЭБ В-клеток вирус реактивируется для пополнения пула инфицированных клеток памяти. Большинство В-клеток мигрирует в слизистый эпителий, где терминально дифференцируются с высвобождением инфекционного вируса [260]. Вирус имеет значительный трансформирующий потенциал, вызывая иммортализацию клеток и формирование новообразований [261]. Обнаружено присутствие ВЭБ в опухолевых клетках, происходящих из В-клеток, НК-клеток и клеток эпителиального происхождения [260]. В них вирус находится в покоящемся состоянии. Экспрессия литических генов и продукция вируса отсутствует [252]. Латентное состояние вируса определяется как свойствами самого ВЭБ, так и свойствами клеток-хозяев. К вирусным факторам, обеспечивающим латентную персистенцию ВЭБ, относятся экспрессия LMP-2 (ингибирует синтез В-клеточного рецептора, взаимодействующего с вирусными белками литического цикла Zta, Zp и Rp) и эпигенетические модификации генов вирусных белков (метилирование ДНК, деацетилирование хроматина) [262–266]. Клеточные факторы латентного протекания ВЭБ-инфекции включают активированную форму NF-kB (подавляет транскрипционный потенциал продукта гена ВЭБ BZLF1) [267, 268], связывание и подавление функции продукта гена BZLF1 рецептором ретиноидной кислоты [269], снижение уровня литической инфекции вируса под воздействием окиси азота [270, 271] и другие факторы ингибирования [272]. Животные модели для исследования ВЭБ-инфекции. Для изучения особенностей протекания ВЭБ-инфекции на основе животных модельных систем широкое применение нашла экспериментальная модель макаки-резус, являющейся естественным хозяином Rhesus lymphocryptovirus – вируса приматов, имеющего высокую гомологию с ВЭБ. Такая система вопроизводит ключевые моменты ВЭБ-инфекции человека: оральную трансмиссию вируса, активацию CD23+ В-клеток периферической крови, четкий серологический ответ на присутствие вирусных агентов, тенденцию вируса к латентной персистенции в периферической крови и эпителии ротовой полости [273]. Исследования приматов обеспечили наше современное понимание механизмов динамического взаимодействия ВЭБ с организмом хозяина во время развития острой и латентной стадии инфекционного процесса и обеспечили создание новой платформы для конструирования вакцин, направленных против ВЭБ [274, 275]. Однако, помимо общих недостатков применения животных моделей для исследований, широкое распространение носительства обезьяньего вируса в природе затрудняет поиск неинфицированных особей в естественных популяциях [273]. Кроме того, приматы не погибают от лимфопролиферативных заболеваний, вызванных трансформацией клеток под воздействием ВЭБ [276]. In vitro модели для изучения ВЭБ-инфекции. Для изучения условий репликации ВЭБ in vitro удобным инструментом являются рекомбинантные вирусы. При необходимости селективного отбора инфицированных клеток применяют штамм rAkata, сконструированный на основе дикого штамма ВЭБ, несущего неомицин-резистентный маркер 185 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 [277]. Данная модель позволяет выявлять пораженные ВЭБ клетки даже при низкой эффективности инфицирования [278]. Рекомбинантный ВЭБ, конъюгированный с зеленым флуоресцирующим белком, применяется для оценки эффективности и скорости репликации вируса в культуре. При помощи автоматизированной флуорометрии или микроскопии фикисируют даже низкий уровень репликации ВЭБ в клетке, что делает систему более чувствительной, чем количественный ПЦР-анализ [279]. In vitro ВЭБ проявляет сильный тропизм к В-клеткам, эффекивно их инфицируя [279, 280]. Большинство имеющихся на данный момент постоянных В-клеточных линий (Raji, Namalwa, CA46 и др.) получены при культивировании ВЭБ-индуцированных лимфом или заражении первичной культуры В-лимфоцитов свободными вирусными частицами [250]. Вирус обладает свойством быстро иммортализовать клетки в культуре, поэтому часто используется как трансформирующий агент при получении постоянных клеточных линий [262]. В-клеточные линии наиболее восприимчивы к ВЭБ. Тем не менее, даже среди них литическая форма репликации вируса происходит менее чем в 50% клеток. Более половины В-клеток в культуре поддерживает латентную персистенцию ВЭБ [281]. Длительное пассирование сопровождается развитием резистентности к индукции литической репликации ВЭБ различными агентами. Чаще всего это линии, инфицированные штаммами ВЭБ с делецией одного или нескольких генов, отвечающих за репликацию. In vitro помимо В-клеток ВЭБ также инфицирует моноциты, что подавляет их способность к дифференцировке в дендритные клетки [281]. Эпителиальные клетки различного происхождения обладают разной способностью моделировать ВЭБинфекцию in vitro. Эпителий ротоглотки практически не проявляет признаков инфекции [282], клетки эпителия шейки матки не инфицируются лабораторными штаммами, но поддерживают рост клинических изолятов ВЭБ [254]. Инфицирование эпителия желудка и толстой кишки наблюдается менее чем в 20% случаев [283, 284]. При этом доля клеток культуры, подвергающихся лизису в результате размножения вируса небольшая [285]. Однако инфицированные культуры отвечают на химическую активацию ВЭБ, что приводит к выявлению вирусных частиц в ядре клеток и культуральном супернатанте [286-288]. При in vitro моделировании ВЭБ-инфекции широко применяются эпителиальные клетки назофарингеальной карциномы [283, 289]. Набор экспрессируемых в культуре генов ВЭБ зависит от типа и локализации в организме инфицируемых клеток [82]. Представленные данные подчеркивают важность применения корректного типа эпителиальных клеток при изучении ВЭБ-инфекции in vitro. Назофарингеальная карцинома – опухоль, ассоциированная с ВЭБ – представляет собой уникальную среду для развития вируса. Инфицированные ВЭБ опухолевые клетки эпителиального происхождения находятся в окружении постоянно инфильтрующих новообразование иммунных клеток [250]. In vitro исследования взаимодействия ВЭБ и эпителиальных клеток назофарингеальной карциномы затруднены вследствие сложности получения первичных культур и отсутствия подходящих постоянных клеточных линий эпителиальных клеток этого типа. За последние 30 лет выведено более 20 постоянных линий назофарингеальной карциномы. Ни одна из них не является пригодной для изучения литической репликации ВЭБ при длительном культивировании (более 42 пассажей) и не репрезентативна при in vitro моделировании заболевания [283, 290]. Первичная культура ткани миндалин также отражает гетерогенность сайтов персистенции ВЭБ. Изолированные ткани миндалин асимптоматических носителей ВЭБ инфицируются вирусом in vitro при сокультивировании с клетками-продуцентами инфекционных частиц. К недостаткам такой модели относят присутствие ВЭБ в изолятах ткани еще до лабораторного заражения. Для изучения механизмов первичного инфицирования эпителиальных клеток вирусом необходим поиск ВЭБ-отрицательных доноров, что затрудняет применение модели вследствие широко распространенного носительства [261]. Свободный ВЭБ чаще всего неспособен эффективно инфицировать большинство эпителиальных клеток как in vivo, так и in vitro [261, 291, 292]. Лимитирующим фактором является восприимчивость клеток к вирусу, а не его титр. Эпителиальные клеточные линии, негативные относительно ВЭБ в культуре (HONE-1, NPC-TW, RHEK-1), инфицируются вирусом путем совместного культивирования с В-лимфоцитами, зараженными различными штаммами ВЭБ. Использование пористых вкладышей, предотвращающих прямой межклеточный контакт, но сохраняющих возможность паракринной регуляции, препятствует распространению инфекции [285]. Таким образом, особенностью in vitro моделирования ВЭБ-инфекции является преимущественное распространение вируса через прямое межклеточное взаимодействие [283, 289, 293, 293]. Совместное культивирование клеток-реципиентов ВЭБ и клеток-доноров вируса повышает эффективность инфицирования. При исследовании 27 постоянных клеточных линий эпителиального происхождения и линий фибробластов человека было показано, что заражение свободными вирусными частицами ВЭБ приводило к поражению лишь 4 из них, тогда как совместное культивирование с ВЭБ-инфицированными лимфоцитами обеспечивало развитие полноценной инфекции в 18 из исследованных линий [261]. 186 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 Эффективность in vitro инфицирования эпителиальных клеток ВЭБ зависит от присутствия на поверхности клеток b1-интегрина, рецептора комплемента 2го типа (CD21, CR2) и поляризации клеток. Наличие b1-интегрина на поверхности клеточной мембраны соотносится со стадией дифференцировки клеток. Дифференцированные эпителиальные клетки более восприимчивы к in vitro инфицированию ВЭБ, чем их предшественники. Частичная дедифференцировка и потеря b1-интегрина, приобретаемая клетками при переводе их в постоянную культуру, объясняет потерю восприимчивости первичных клеток к инфекции при пассировании [289] . Апикальная мембрана поляризованных эпителиальных клеток является местом высокоэффективной межклеточной трансмиссии ВЭБ от клетки-донора к реципиенту при совместном культивировании с лимфобластоидными клетками. Свободные вирионы, вероятно, способны инфицировать клетки эпителиального происхождения преимущественно через базолатеральную поверхность (in vivo – при повреждении целостности эпителия) [289]. Поляризация эпителиальных клеток in vitro при культивировании на мембранных подложках повышает эффективность модели. Следует отметить, что высвобождение свободных вирусных частиц ВЭБ in vitro происходит неполяризованно, через апикальную и базолатеральную мембраны клеток [289]. Данный факт согласуется с концепцией двустороннего шеддинга ВЭБ и подчеркивает актуальность поляризации эпителиальных клеток для повышения релевантности in vitro модели инфекции. ВЭБ инфицирует В-клетки, используя CD21 в качестве рецептора [252, 294]. С другой стороны, экспрессия CD21 эпителиальными клетками является спорной [27]. Межклеточные контакты клеток-доноров и реципиентов вируса представляют собой CD21-независимый путь передачи инфекции [286, 291, 295]. Такой путь передачи вируса инициирует или повышает экспрессию молекул CD21 на поверхности пораженных клеток и усиливает уровень опосредованной рецептором инфекции в синергической манере [283]. Другой путь усиления CD21-зависимой ВЭБинфекции эпителиальных клеток in vitro – генетический трансфер [296] или мембранная имплантация [292] молекулы в клетки-реципиенты вируса. При этом разные пути проникновения вируса в клетки не влияют на уровень экспрессии вирусных генов, сохраняя характер инфекционного процесса [283]. Проникновение ВЭБ в клетки хозяина зависит от наличия комплекса трех вирусных гликопротеинов gH, gL, gp42 [297, 298]. Вирионы, содержащие только gH-gL комплекс, поражают эпителиальные клетки, а содержащие gH-gL-gp42 комплекс – В-лимфоциты. При этом gp42 связывается с молекулами HLA II класса [294, 299–301]. Интересен тот факт, что вирус, продуцируемый В-клетками, gp42-негативен, что индуцирует переключение тропизма ВЭБ [110]. Таким образом, совместное культивирование эпителиальных клеток и В-лимфоцитов повышает релевантность in vitro модели для изучения механизмов распространения ВЭБ. Совместное культивирование эпителиальных клеток и клеток иммунной системы также позволяет изучать особенности взаимоотношений ВЭБ с организмом хозяина in vitro. Белковый продукт литической репликации ВЭБ Zta индуцирует выброс хемокинов инфицированными эпителиальными клетками [302]. Ztaиндуцированные секреторные факторы могут непосредственно влиять на совместно культивируемые моноциты и индуцировать в них синтез интерлейкина-10 и некоторых других факторов, обеспечивающих локальную иммуносупрессию [303]. Герпесвирус человека восьмого типа Эпидемиология и клинические проявления. ГВЧ-8 – сравнительно недавно обнаруженный член семейства герпесвирусов человека. Вирус был открыт при помощи молекулярных подходов при поиске этиологического агента саркомы Капоши. Сравнение последовательностей ДНК в очагах повреждения при саркоме и в здоровой коже позволило идентифицировать уникальную ДНКпоследовательность, которая имела близкое сходство с регионами генома ВЭБ и Herpesvirus saimiri [304]. В отличие от прочих герпесвирусов человека, носительство ГВЧ-8 не является повсеместно распространенным и определяется географическими условиями. Инфекция не характерна для здорового населения Северной Америки, Северной Европы и большей части Азии. Количество серопозитивных лиц в этих регионах не превышает 5% [305, 306]. ГВЧ-8 достаточно распространен в Центральной и Южной Европе, в России вирус выявляется у 10% здорового населения. В некоторых регионах Африки уровень серопозитивных лиц достигает 100% [307]. Одним из основных путей трансмиссии ГВЧ-8 считается половой путь [152]. Высокие титры вируса также обнаружены в слюне [308-310]. Возможна трансмиссия ГВЧ-8 при трансплантации внутренних органов [144, 311]. Вопрос передачи вируса при переливании крови до сих пор остается открытым, однако большинство фактов свидетельствуют против роли данного пути в распространении вируса [305, 306, 312]. Наиболее частым проявлением ГВЧ-8 является саркома Капоши. Чаще всего она встречается у ВИЧинфицированных пациентов [313–315]. ГВЧ-8 также является этиологическим агентом двух редких типов В-клеточных новообразований (эффузионной лимфомы плевральной и брюшной полостей) [316], многоочаговой 187 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 болезни Кастлемана и некоторых форм идиопатической пульмонарной артериальной гипертензии [317]. Жизненный цикл вируса. ГВЧ-8 имеет ограниченный тропизм [188]. После первичной инфекции вирус переходит в латентное состояние и персистирует в клетках хозяина. ГВЧ-8 ассоциирован с иммортализацией и трансформацией клеток. ГВЧ-8, как и ВЭБ, обладает тропизмом к В-клеткам. Основным сайтом латентной персистенции вируса считают CD19+ В-лимфоциты [222, 318]. Экспрессия вирусных генов также обнаружена в клетках эффузионных В-клеточных лимфом [316]. В эндотелиальных клетках, полученных от больных саркомой Капоши, обнаружена ДНК ГВЧ-8. Эндотелиальные клетки являются сайтом персистенции вируса, а также клетками-предшественниками веретеновидных клеток, ассоциированных с новообразованиями при саркоме Капоши [319–322]. Основным сайтом шеддинга ГВЧ-8 является эпителий оральной полости. При этом не обнаружена репликация вируса в слюнных железах [323, 324]. Предположительно, вирус находится в клетках эпителия ротовой полости в латентном состоянии и реактивируется при их дифференцировке [325]. In vitro модели для изучения ГВЧ-8-инфекции. In vitro ГВЧ-8 инфицирует первичные В-лимфоциты и мононуклеарные клетки, а также эндотелиальные клетки [326– 329], кератиноциты [330], фибробласты [331], и некоторые постоянные клеточные линии [332–334]. Однако процент инфицированных клеток ограничен, а литическая репликация вируса наблюдается только в некоторых случаях [328, 331, 335, 336]. В настоящее время не обнаружены клеточные линии, постоянно и эффективно инфицируемые изолятами ГВЧ-8. Поэтому исследования, требующие оптимальной репликации ГВЧ-8 (оценка эффективности противовирусных препаратов, измерение его онкогенного потенциала) трудно реализуемы [222]. По своему in vitro тропизму к В-клеткам, быстрому переходу в латентную стадию и непродолжительности активной репликации в культуре ГВЧ-8 сильно напоминает ВЭБ. Даже при лабораторном инфицировании суспензионных культур перманентная ГВЧ-8-инфекция наблюдаестся в В-лимфоцитах периферической крови и моноцитах пуповинной крови только при коинфекции этих клеток ВЭБ [337, 338]. Первичные культуры эффузионной лимфомы, полученные из редкого биопсийного материала, in vitro поддерживают репликацию ГВЧ-8 в 100% клеток. Вместе с тем культуры быстро теряют эту способность при экстенсивном пассировании [339]. Известно множество постоянных клеточных линий – клонов клеток первичных эффузионных лимфом (BCL-1, BCL-2, BBF, DCH-1, BC-3, JSC1 и др.) [335, 340–342]. Половина из них коинфицирована ВЭБ [343, 344]. Несмотря на постоянную транскрипцию ВЭБ, образование вирионов и капсидов ГВЧ-8 в культуре В-лимфомы фиксируется только после реактивации инфекции химическими агентами типа форболовых эфиров или битуратов [24, 347]. После реактивации ГВЧ-8инфекция может проявлять литическое или латентное течение. До сих пор данная модель широко применяется в лаборатоных исследованиях кинетики репликации вируса и механизмов латенции и реактивации. Культуры не подходят для изучения трансформирующих свойств вируса, поскольку клетки уже трансформированы ГВЧ-8 или ВЭБ допопаданиявлабораторныеусловия.Неинфицированные ГВЧ-8 культуры эффузионных лимфом, которые можно использовать в качестве контроля, отсутствуют. Культуры эффузионных лимфом служат источником вируса для заражения первичных В-лимфоцитов или некоторых постоянных В-клеточных линий [71, 35, 347]. Длительное поддержание литического цикла ГВЧ-8 и его трансформирующего потенциала in vitro остается нерешенной задачей [332, 348]. Эндотелиальные клетки – предшественники веретеновидных клеток саркомы Капоши – также поддерживают рост ГВЧ-8 в культуре in vitro [327], однако теряют эту способность при пассировании и требуют постоянного инфицирования de novo [322, 349, 350]. Модели на основе эндотелиальных клеток обладают рядом преимуществ: возможно получение неинфицированных и нетрансформированных вирусами клеток, культура поддается стандартизаци. При in vitro инфицировании ГВЧ-8 изменяется морфология эндотелиальных клеток, они приобретают удлиненную, веретеновидную форму. Для модели характерно поддержание латентного течения инфекции: 5-10% клеток экспрессируют немедленные ранние гены ГВЧ-8, в то время как поздние литические гены экспрессируют лишь 1-2% клеток [350]. Срок жизни веретеновидных клеток в культуре in vitro ограничен в связи с их быстрым старением. Для преодоления данного ограничения возможно удлинения срока жизни клеток путем их модификации: индукции эктопической экспрессии теломеразы человека или иммортализации трансдукцией гена обратной транскриптазы теломеразы ретровирусов [328, 336]. Данные манипуляции не приводят к какой-либо детектируемой трансформации помимо удлинения срока жизни культуры эндотелиальных и веретеновидных клеток. Титр продуцируемых инфекционных частиц сохраняется относительно низким, однако культура пролиферируют с минорными потерями клеток за счет литической репликации вируса. 188 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 Инфицированная ГВЧ-8 культура поддается длительному пассированию с повторным инфицированием de novo и реактивацией вируса. В целом, in vitro модель на основе трансформированных эндотелиальных клеток аккуратно отображает активность вирусного генома in vivo и может служить удобной системой для изучения латентного состояния и реактивации ГВЧ-8 [321, 332]. Органотипическая модель первичных кератиноцитов миндалин человека, изначально разработанная для изучения дифференцировки эпителиальных клеток [351], применяется для изучения репликации ГВЧ-8 в дифференцирующемся эпителии [352]. Инфицирование недифференцированных кератиноцитов вирусом in vitro приводит к развитию латентной инфекции. При росте на полимерных матрицах первичные кератиноциты дифференцируются в многослойный поляризованный эпителий [353]. Данный процесс сопровождается активацией литического цикла ГВЧ-8, сопроводжающегося экспрессией поздних генов и продукцией вирусных частиц на поверхности эпителия [354]. Система отражает один из возможных путей шеддинга вируса в секреты слюны. К преимуществам модели относятся легкость получения и поддержания культуры [354, 355]. Помимо миндалин, источником кератиноцитов может служить эпителий ротовой поверхности, включая щечные [356–358], язычные [359] и перитонзиллярные поверхности [360]. ЗАКЛЮЧЕНИЕ При моделировании любого заболевания, в том числе и ГВИ, необходимо отталкиваться от биологии возбудителя. Возбудители заболеваний человека, вызываемые членами семейства Herpesviridae, представлены относительно небольшой группой вирусов, для которой характерен широкий диапазон клеток-хозяев, набор механизмов персистенции, латенции и реактивации. На сегодняшний день исследователи обладают большим набором методологических подходов, позволяющих создавать модели для изучения ГВИ. Естественным хозяином восьми рассмотренных типов герпесвирусов является человек. Однако применение экспериментальных животных моделей ГВИ остается актуальным для изучения общих закономерностей протекания заболевания, определения сайтов литической репликации, латентной персистенции и реактивации вируса в организме хозяина. Без применения животных моделей невозможно представить разработку вакцин и терапевтических препаратов, направленных против инфекции. Использование как первичных монокультур, так и постоянных клеточных линий различного происхождения предоставляет исследователям широкие возможности для наращивания вирусной массы in vitro. Часть возбудителей ГВИ человека (ВПГ-1, ВПГ-2, ЦМВ, ГВЧ-6 и ВЭБ) легко культивируются в лабораторных условиях. Наработка инфекционных частиц ВВО и ГВЧ-7 в культуральной среде сопряжена с определенными трудностями, вызванными избирательным тропизмом вирусов и низким уровнем его репликации in vitro. Проблема эффективного культивирования ГВЧ-8 в лабораторных условиях на данный момент полностью не решена. Применение монокультур является удобным инструментом при in vitro моделировании процессов проникновения вируса в клетки-мишени. Однако двухкомпонентные системы (патоген – клетка-хозяин) не позволяют полноценно моделировать и изучать механизмы латентной персистенции, реактивации и распространения ГВИ. Подобные сложные процессы основаны на взаимодействии клеток различного типа и требуют in vitro моделирования с применением смешанных культур, органных и органотипических систем. ЛИТЕРАТУРА 1. Williams E.J., Embleton N.D., Clark J.E. et al. Viral infections: contributions to late fetal death, stillbirth, and infant death. J. Pediatr. 2013 Vol. 163. № 2. P. 424-428. 2. Aly H.H., Shimotohno K., Hijikata M., Seya T. In vitro models for analysis of the hepatitis C virus life cycle.Microbiol. Immunol. 2012. Vol. 56. № 1. P. 1-9. 3. Kuiken T., van den Brand J., van Riel D. et al. Comparative pathology of select agent influenza a virus infections.Vet. Pathol. 2010. Vol. 47. № 5. P. 893914. (3) 4. Bartenschlager R., Lohmann V. Novel cell culture systems for the hepatitis C virus. Antiviral Research. 2001. Vol. 52. № 1. P. 1-17. 5. Jerchel S., Knebel G., König P. et al. Organotypic culture of HPVtransformed keratinocytes: a model for testing lymphocyte infiltration of (pre)neoplastic lesions of the uterine cervix. J. Vis. Exp. 2012. № 66. E4036. 6. Lanford R.E., Sureau C., Jacob J.R. et al. Demonstration of in vitro infection of chimpanzee hepatocytes with hepatitis C virus using strand-specific RT/PCR. Virology. 1994. Vol. 202. № 2. P. 606-614. 7. Rumin S., Berthillon P., Tanaka E. et al. Dynamic analysis of hepatitis C virus replication and quasispecies selection in long-term cultures of adult human hepatocytes infected in vitro. J. Gen. Virol. 1999. Vol. 80. № 11. P. 3007-3018. 8. Gondeau C., Pichard-Garcia L., Maurel P. Cellular models for the screening and development of anti-hepatitis C virus agents. Pharmacol. Ther. 2009. Vol. 124. № 1. P. 1-22. 9. Фрешни Р. Я. Культура животных клеток: практическое руководство. М.: БИНОМ. Лаборатория знаний, 2010. 691 с. Freshni R. Ja. Kul'tura zhivotnyh kletok: prakticheskoe rukovodstvo. M.: BINOM. Laboratorija znanij, 2010. 691 s. 10. Bernhardt A., Kuester D., Roessner A. et al. Cathepsin X-deficient gastric epithelial cells in co-culture with macrophages: characterization of cytokine response and migration capability after Helicobacter pylori infection. J. Biol. Chem. 2010. Vol. 285. № 44. P. 33691-33700. 11. Olsburgh J., Harnden P., Weeks R. et al. Uroplakin gene expression in normal human tissues and locally advanced bladder cancer. J. Pathol. 2003. Vol. 199. № 1. P. 41-49. 12. Duell B.L., Cripps A.W., Schembri M.A., Ulett G.C. Epithelial Cell Coculture Models for Studying Infectious Diseases: Benefits and Limitations. Biomed. Biotechnol. 2011. Vol. 2011. AID 852419. 13. Berin M. C., McKay D. M., Perdue M. H. Immuneepithelial interactions in host defense. Am. J. Trop. Med. Hyg. 1999. Vol. 60. № 4. P.16-25. 14. Lee B.H., Kushwah R.,Wu J. et al. Adenoviral vectors stimulate innate immune responses in macrophages through cross-talk with epithelial cells. Immunology Letters. 2010. Vol. 134. № 1. P. 93-102. 189 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 15. Nagamori S., Hasumura S., Matsuura T. et al. Developments in bioartificial liver research: concepts, performance, and applications. J. Gastroenterol. 2000. Vol. 35. № 7. P. 493-503. 16. Saito M., Matsuura T., Masaki T. et al. Transplantation of liver organoids in the omentum and kidney. World. J. Gastroenterol. 2006. Vol. 12. № 12. P. 1881-1888. 17. Кускова Т. К., Белова Е. Г. Семейство герпесвирусов на современном этапе. Лечащий Врач. 2004. № 5. Kuskova T. K., Belova E. G. Semejstvo gerpesvirusov na sovremennom jetape. Lechashhij Vrach. 2004. № 5. 18. Исаков В.А., Борисова В.В., Исаков Д.В. Герпес: петогенез и лаборатоная диагностика. Руководство для врачей. СПб.: Издательство «Лань», 1999. 192 с. Isakov V.A., Borisova V.V., Isakov D.V. Gerpes: petogenez i laboratonaja diagnostika. Rukovodstvo dlja vrachej. SPb.: Izdatel'stvo «Lan'», 1999. 192 s. 19. Исаков В. А., Рыбалкин С. Б., Романцов М. Г. Герпесвирусная инфекция: Рекомендации для врачей. СПб., 2006. 96 с. Isakov V. A., Rybalkin S. B., Romancov M. G. Gerpesvirusnaja infekcija: Rekomendacii dlja vrachej. SPb., 2006. 96 s. 20. Arvin A., Campadelli-Fiume G., Mocarski E. et al. Human Herpesviruses: Biology, Therapy, and Immunoprophylaxis. Cambridge: Cambridge University Press, 2007. Bookshelf ID: NBK47378. 21. Sattentau Q. Avoiding the void: cell-to-cell spread of human viruses. Nat. Rev. Microbiol. 2008. Vol. 6. № 11. P. 815-826. 22. Campadelli-Fiume G., Amasio M., Avitabile E. et al. The multipartite system that mediates entry of herpes simplex virus into the cell. Rev. Med. Virol. 2007. Vol. 17. № 5. P. 313–326. 23. Reske A., Pollara G., Krummenacher C. et al. Understanding HSV-1 entry glycoproteins. Rev. Med. Virol. 2007. Vol. 17. № 3. P. 205–215. 24. Cole N. L., Grose C. Membrane fusion mediated by herpesvirus glycoproteins: the paradigm of varicellazoster virus. Rev. Med. Virol. 2003. Vol. 13. № 4. P. 207–222. 25. Gerna G., Percivalle E., Baldanti F. et al. Human cytomegalovirus replicates abortively in polymorphonuclear leukocytes after transfer from infected endothelial cells via transient microfusion events. J. Virol. 2000. Vol. 74. № 12. P. 5629–5638 26. Sweet C. The pathogenicity of cytomegalovirus. FEMS Microbiol. Rev. 1999. Vol. 23. № 4. P. 457–482. 27. Wirtz N., Schader S.I., Holtapples R. et al. Polyclonal cytomegalovirusspecific antibodies not only prevent virus dissemination from the portal of entry but also inhibit focal virus spread within target tissues. Med. Microbiol. Immunol. 2008. Vol. 197. № 2. P. 151–158. 28. Ch’ng T. H., Spear P. G., Struyf F., Enquist, L. W. Glycoprotein D-independent spread of pseudorabies virus infection in cultured PNS neurons in a compartmented system. J. Virol. 2007. Vol. 81. № 19. P. 10742–10757. 29. Tomishima M. J., Smith G. A. Enquist L. W. Sorting and transport of a-herpesviruses in axons. Traffic. 2011. Vol. 2. № 7. P. 429–436. 30. Mettenleiter T. C. Pathogenesis of neurotropic herpesviruses: role of viral glycoproteins in neuroinvasion and transneuronal spread. Virus Res. 2003. Vol. 92. № 2. P. 197–206. 31. Snyder A., Bruun B., Browne H. M., Johnson, D. C. A herpes simplex virus gD–YFP fusion glycoprotein is transported separately from viral capsids in neuronal axons. J. Virol. 2007. Vol. 81. № 15. P. 8337–8340. 32. Favoreel H. W., Van Minnebruggen G., Adriaensen D., Nauwynck H. J. Cytoskeletal rearrangements and cell extensions induced by the US3 kinase of an alphaherpesvirus are associated with enhanced spread. Proc. Natl. Acad. Sci USA. 2005. Vol. 102. № 25. P. 8990–8995. 33. Roizman B., Sears A.E. An inquiry into the mechanisms of herpes simplex virus latency. Annu Rev. Microbiol. 1987. Vol. 41. P. 543-571. 34. Held K., Derfuss T. Control of HSV-1 latency in human trigeminal gangliacurrent overview. J. Neurovirol. 2011. Vol. 17. № 6. P. 518–527. 35. Read G.S., Frenkel № Herpes simplex virus mutants defective in the virion associated shut-off of host polypeptide synthesis and exhibiting abnormal synthesis of alpha (immediate early) viral polypeptides. J. Virol. 1983. Vol. 46. № 2. P. 498-512. 36. Roizman B., Batterson W. The replication of herpesviruses / General Virology, ed. B. Fields. NY.: Raven Press, 1984. P. 497-526. 37. Hill T.J. Herpes simplex virus latency / The Herpes Viruses, еd. B. Roizman. NY.: Plenum, 1985. Vol. 3. P. 175-240. 38. Steiner I., Kennedy G.E. Herpes simplex virus latency in the nervous system – a new model. Neuropathol. Appl. Neurobiol. 1991. Vol. 17. № 6. P. 433-440. 39. Ying-Hsiu S., Rupalie L., Meegalla et al. Human corneal cells and other fibroblasts can stimulate the appearance of herpes simplex virus from quiescently infected PC12 cells. J. Virol. 1999. Vol. 73. № 5. P. 4171-4180. 40. Cunningham, A. L., Turner R. R., Miller A. C. et al. Evolution of recurrent herpes simplex lesions. An immunohistologic study. J. Clin. Invest. 1985. Vol. 75. № 1. P. 226-233. 41. Gargi D., Lbachir B.M. Of mice and not humans: how reliable are animal models for evaluation of Herpes CD8+-T cell-epitopes-based immunotherapeutic vaccine candidates? Vaccine. 2011. Vol. 29. № 35. P. 5824–5836. 42. Koelle D. M., Posavad C. M., Barnum G. R. et al. Clearance of HSV-2 from recurrent genital lesions correlates with infiltration of HSV-specific cytotoxic T lymphocytes. J. Clin. Invest. 1998. Vol. 101. № 7. P. 1500-1508. 43. Schiffer J. T., Abu-Raddad L., Mark K. E. et al. Mucosal host immune response predicts the severity and duration of herpes simplex virus-2 genital tract shedding episodes. Proc. Natl. Acad. Sci USA. 2010. Vol. 107. № 44. P. 18973–18978. 44. Kobayashi M., Kim J-Y., Camarena V. et al. A primary neuron culture system for the study of herpes simplex virus latency and reactivation. J. Vis. Exp. 2012. Vol. 62. Doi: 10.3791/3823. 45. Alekseev O., Tran A.H., Azizkhan-Clifford J. Ex vivo organotypic corneal model of acute epithelial herpes simplex virus type I infection. J. Vis. Exp. 2012. Vol. 63. E 3631. 46. Бархалева О.А. Оптимизация производства вакцины герпетической культуральной инактивированной сухой, на новом клеточном субстрате перевиваемой линии клеток Vero B: автореф. дисс… канд. биол. наук. М., 2008. 126 с. Barhaleva O.A. Optimizacija proizvodstva vakciny gerpeticheskoj kul'tural'noj inaktivirovannoj suhoj, na novom kletochnom substrate perevivaemoj linii kletok Vero B: аvtoref. diss… kand. biol. nauk. M., 2008. 126 s. 47. Jamieson, D.R.S., Robinson L.H., Daksis J.I. et al. Quiescent viral genomes in human fibroblasts after infection with herpes simplex virus type 1 Vmw65 mutants. J. Gen. Virol. 1995. Vol. 76. Pt. 6. P. 1417-1431. 48. Vahlne A., Lycke E. Herpes simplex virus infection on in vitro cultured neuronal (mouse neuroblastoma C1300) cells. J. Gen. Virol. 1978. Vol. 39. P. 321317. 49. Wigdahl B.L., Scheck A.C., de Clerq E., Rapp F. High efficiency latency and reactivation of herpes simplex virus in human cells.Science. 1982. Vol. 217. № 4565. P. 1145-1146. 50. Wilcox C.L., Johnson E.M. Nerve growth factor deprivation results in reactivation of latent herpes simplex virus in vitro. J. Virol. 1988a. Vol. 61. № 7. P. 2311-2315. 51. Smith, R. L., Escudero J. M., Wilcox C. L. Regulation of the herpes simplex virus latency-associated transcripts during establishment of latency in sensory neurons in vitro. Virology. 1994. Vol. 202. № 1. P. 49–60. 52. Wilcox C. L., Johnson E. M. Characterization of nerve growth factordependent latency in neurons in vitro. J. Virol. 1988b. Vol. 62. № 2. P 393–399. 53. Wilcox C. L., Smith R. L., Freed C. R., Johnson E. M. Nerve growth factordependence of herpes simplex virus latency in peripheral sympathetic and sensory neurons in vitro. J. Neurosci. 1990. Vol. 10. № 4. P. 1268–1275. 54. Arthur J.L., Scarpini C.G., Connor V. et al. Herpes simplex virus type 1 promoter activity during latency establishment, maintenance and reactivation in primary dorsal root neurons in vitro. J. Virol. 2001. Vol. 75. № 8. P. 3885–3895 55. Harris R.A., Preston C.M. Establishment of latency in vitro by the herpes virus type 1 mutant in1918. J. Gen. Virol. 1991. Vol. 72. № 4. P. 907–913. 56. Wagner E.K., Bloom D.C. Experimental investigation of herpes simplex virus latency. Clin. Microbiol. Rev. 1997. Vol. 10. № 3. P. 419–443. 57. Greene L. A., Rukenstein A. The quantitative bioassay of nerve growth factor with PC12 cells / Nerve growth factors, ed. R. A. Rush. NY.: John Wiley, 1989. P. 139-147. 58. Greene L. A., Tischler A.S. Establishment of a nonadrenergic clonal line of rat adrenal pheochromocytoma cells which respond to nerve growth factor. Proc. Natl. Acad. Sci USA. 1976. Vol. 73. № 7. P. 2424–2428. 59. Block T. S., Barney J., Masonis J. et al. Long-term herpes simplex virus 190 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 infections of nerve growth factor-differentiated PC12 cells.J. Gen. Virol. 1994. Vol. 75. Pt. 9. P. 2481–2487. 60. Looker K.J., Garnett G.P., Schmid G.P. An estimate of the global prevalence and incidence of herpes simplex virus type 2 infection. Bull. World Health Organ. 2008. Vol. 86. № 10. P. 805–812. 61. Corey L., Wald A. Genital herpes / Sexually Trans. Diseases, ed. K.K. Holmes et al. NY.: McGraw-Hill, 1999. P. 285-312. 62. Bloom D.C. HSV LAT and neuronal survival. Int. Rev. Immunol. 2004. Vol. 23. № 1-2. P. 187-198. 63. Jurak I., Griffiths A., Coen D.M. Mammalian Alphaherpesvirus miRNAs. Biochim. Biophys. Acta. 2011. Vol. 1809. № 11-12. P. 641-653. 64. Guimaraes M.D., Vlahov D., Castilho E.A. Postcoital vaginal bleeding as a risk factor for transmission of the human immunodeficiency virus in a heterosexual partner study in Brazil. Rio de Janeiro Heterosexual Study Group. Arch. Intern. Med. 1007. Vol. 157. № 12. P. 1362–1368. 65. Hladik F., McElrath M.J. Setting the stage: host invasion by HIV. Nat. Rev. Immunol. 2008. Vol. 8. № 6. P. 447–457. 66. Norvell M.K., Benrubi G.I., Thompson R.J. Investigation of microtrauma after sexual intercourse. Reprod. Med. 1984. Vol. 29. № 4. P. 269–271. 67. MacDonald E.M., Savoy A., Gillgrass A. et al. Susceptibility of human female primary genital epithelial cells to herpes simplex virus, type-2 and the effect of TLR3 ligand and sex hormones on infection. Biol. Reprod. 2007. Vol. 77. № 6. P. 1049–1059. 68. Kaushic C., Nazli A., Ferreira V.H. et al. Primary human epithelial cell culture system for studying interactions between female upper genital tract and sexually transmitted viruses, HSV-2 and HIV-1. Methods. 2011. Vol. 55. № 2. P. 114–121. 69. Тюленев Ю.А., Науменко В.А., Климова Р.Р. и др. Разработка органной культуры мужских гонад для вирусологических исследований. Клеточная трансплантология. 2010. Т.5. № 4. C. 66-69. Tjulenev Ju.A., Naumenko V.A., Klimova R.R. i dr. Razrabotka organnoj kul'tury muzhskih gonad dlja virusologicheskih issledovanij. Kletochnaja transplantologija. 2010. T.5. № 4. S. 66-69. 70. Тюленев Ю.А., Науменко В.А., Шилейко Л.В. и др. Нарушение сперматогенеза при заражении вирусом простого герпеса в препубертантном периоде: исследование на модели органной культуры семенника мыши. Андрология и генитальная хирургия. 2012. № 3. C. 37-41. Tjulenev Ju.A., Naumenko V.A., Shilejko L.V. i dr. Narushenie spermatogeneza pri zarazhenii virusom prostogo gerpesa v prepubertantnom periode: issledovanie na modeli organnoj kul'tury semennika myshi. Andrologija i genital'naja hirurgija. 2012. № 3. S. 37-41. 71. Blackbourn D.J., Ambroziak J., Lennette E. et al. Infectious HW-8 in a healthy North American blood donor. Lancet. 1997. Vol. 349. № 9052. P. 609611. 72. Virgin H.W., Wherry E.J., Ahmed R. Redefining chronic viral infection. Cell. 2009. Vol. 138. № 1. P. 30–50. 73. Gilden D., Mahalingam R., Nagel M.A. et al. Review: the neurobiology of varicella zoster virus infection. Neuropathol. Appl. Neurobiol. 2011. Vol. 37. № 5. P. 441–463. 74. Nagel M.A., Traktinskiy I., Azarkh Y. et al. Varicella zoster virus vasculopathy: analysis of virus-infected arteries. Neurology. 2011. Vol. 77. № 4. P. 364-370. 75. Gilden D., Cohrs R.J., Mahalingam R., Nagel M.A. Varicella zoster virus vasculopathies: diverse clinical manifestations, laboratory features, pathogenesis, and treatment. Lancet Neurol. 2009. Vol. 8. № 8. P. 731-740. 76. Oxman M.N. Herpes zoster pathogenesis and cell-mediated immunity and immunosenescence. J. Am. Osteopath. Assoc. 2009. Vol. 109. № 6. Suppl. 2. P. 13-17. 77. Ku C.C., Zerboni L., Ito H. Varicella-zoster virus transfer to skin by T Cells and modulation of viral replication by epidermal cell interferon-alpha. J. Exp. Med. 2004. Vol. 200. № 7. P. 917–925. 78. LaRussa P., Steinberg S.P., Shapiro E. et al. Viral strain identification in varicella vaccinees with disseminated rashes. Pediatr. Infect. Dis. J. 2000. Vol. 19. № 11. P. 1037–1039. 79. Kennedy P.G., Grinfeld E., Bell J.E. Varicella-zoster virus gene expression in latently infected and explanted human ganglia. J. Virol. 2000. Vol. 74. № 24. P. 11893–11898. 80. Clarke P., Beer T., Cohrs R., Gilden D.H. Configuration of latent varicellazoster virus DNA. J. Virol. 1995. Vol. 69. № 12. P. 8151–8154. 81. Cohrs R.J., Gilden D.H., Kinchington P.R. et al. Varicella-zoster virus gene 66 transcription and translation in latently infected human ganglia. J. Virol. 2003. Vol. 77. № 12. P. 6660-6665. 82. Gary L., Gilden D.H., Cohrs R.J. Epigenetic regulation of varicella-zoster virus open reading frames 62 and 63 in latently infected human trigeminal ganglia. J. Virol. 2006. Vol. 80. № 10. P. 4921–4926. 83. Azarkh Y., Dolken L., Nagel M. et al Synthesis and decay of varicella zoster virus transcripts. J. Neurovirol. 2011. Vol. 17. № 3. P. 281–287. 84. Kennedy P.G., Cohrs R.J. Varicella-zoster virus human ganglionic latency: a current summary. J. Neurovirol. 2010. Vol. 16. № 6. P. 411-418. 85. Kinchington P.R., Goins W.F. Varicella zoster virus-induced pain and postherpetic neuralgia in the human host and in rodent animal models. Neurovirol. 2011. Vol. 17. № 6. P. 590–599. 86. Moffat J. F., Stein M. D., Kaneshima H., Arvin A.M. Tropism of varicellazoster virus for human CD4+ and CD8+ T lymphocytes and epidermal cells in SCID-hu mice. J. Virol. 1995. Vol. 69. № 9. P. 5236-5242. 87. Ku C.C., Padilla J.A., Grose C. et al. Tropism of Varicella-Zoster Virus for human tonsillar CD4- T-lymphocytes that express activation, memory, and skin homing marker. J. Virol. 2002. Vol. 76. № 22. P. 11425-11433. 88. Assouline J.G., Levin M.G., Major E.O. Varicella-zoster virus infection of human astrocytes, Schwann cells, and neurons virology. Virology. 1990. Vol. 179. № 2. P. 834-844. 89. Goodwin T.J., McCarthy M., Osterrieder N. et al. Three-dimensional normal human neural progenitor tissue-like assemblies: a model of persistent Varicella-Zoster Virus infection PLOS pathogens. PLoS Pathog. 2013. Vol. 9. № 8. E 1003512. 90. Wroblewska Z., Devlin M., Reilly K. et al. The production of varicella zoster virus antiserum in laboratory animals. Arch. Virol. 1982. Vol. 74. № 1-2. P. 233-238. 91. Debrus S., Sadzot-Delvaux C., Nikkels A.F. et al. Varicella-zoster virus gene 63 encodes an immediate-early protein that is abundantly expressed during latency. J. Virol. 1995. Vol. 69. № 5. P. 3240–3245. 92. Myers M.G., Duer H.L., Hausler C.K. Experimental infection of guinea pigs with varicella-zoster virus. J. Infect. Dis. 1980. Vol. 142. № 3. P. 414-420. 93. Mahalingam R., Traina-Dorge V., Wellish M. et al. Latent simian varicella virus reactivates in monkeys treated with tacrolimus with or without exposure to irradiation. J. Neurovirol. 2010. Vol. 16. № 5. P. 342-354 94. Arvin A.M., Moffat J.F., Sommer M. et al. Varicella-zoster virus T cell tropism and the pathogenesis of skin infection. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 2010. Vol. 342. P. 189-209. 95. Ku C.C., Besser J., Abendroth A. et al. Varicella-zoster virus pathogenesis and immunobiology: new concepts emerging from investigations with the SCIDhu mouse model. J. Virol. 2005. Vol. 79. № 5. P. 2651–2658. 96. Lowry P.W., Solem S., Watson B.N. et al. Immunity in strain 2 guinea-pigs inoculated with vaccinia virus recombinants expressing varicella-zoster virus glycoproteins I, IV, V or the protein product of the immediate early gene. J. Gen. Virol. 1992. Vol. 73. Pt. 4. P. 811–819. 97. Zerboni L., Sommer M., Ware C. F., Arvin A. M. Varicella-zoster virus infection of a human CD4-positive T-cell line. Virology. 2000. Vol. 270. № 2. P. 278–285. 98. Arvin A. M. Varicella-zoster virus / Virology, ed. B. N. Fields et al. Philadelphia: Lippincott-Raven, 1996. P. 2475-2585. 99. Koropchak C. M., Solem S.M., Diaz P. S., Arvin, A. M. Investigation of varicella-zoster virus infection of lymphocytes by in situ hybridization. J. Virol. 1989. Vol. 63. № 5. P. 2392-2395. 100. Bourdon-Wouters C., Merville-Louis M.-P., Sadzot-Delvaux C. et al. Acute and persistent Varicella-zoster virus infection of human and murine neuroblastoma cell lines. J. Neurosci. Res. 1990. Vol. 26. № 1. P. 90-97. 101. Аzarkh Y., Bos N., Gilden D., Cohrs R.J. Human trigeminal ganglionic explants as a model to study alphaherpesvirus reactivation . J. Neurovirol. 2012. Vol. 18. № 6. P. 456–461. 102. Dukhovny A., Sloutskin A., Markus A. et al. Varicella-zoster virus infects human embryonic stem cell-derived neurons and neurospheres but not 191 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 pluripotent embryonic stem cells or early progenitors. J. Virol. 2012. Vol. 86. № 6. P. 3211–3218. 103. Baiker A., Fabel K., Cozzio A. et al. Varicella-zoster virus infection of human neural cells in vivo. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. Vol. 101. № 29. P. 10792–10797. 104. Grigoryan S., Kinchington P.R., Yang I.H. et al. Retrograde axonal transport of VZV: kinetic studies in hESC-derived neurons. J. Neurovirol. 2012. Vol. 18. № 6. P. 462–470. 105. Markus A., Grigoryan S., Sloutskin A. et al. Varicellazoster virus (VZV) infection of neurons derived from human embryonic stem cells: direct demonstration of axonal infection, transport of VZV, and productive neuronal infection. J. Virol. 2011. Vol. 85. № 1. P. 6220–6233. 106. Soong W., Schultz J. C., Patera A. C. et al. Infection of human T lymphocytes with varicella-zoster virus: an analysis with viral mutants and clinical isolates. J. Virol. 2000. Vol. 74. № 4. P. 1864-1870. 107. Shen C.Y., Chang S.F., Yang S.L. et al. Cytomegalovirus is present in semen from a population of men seeking fertility evaluation . J. Infec.t Dis. 1994. Vol. 169. № 1. P. 222-223. 108. Collier A.C., Handsfield H.H., Ashley R. et al. Cervical but not urinary exretion of cytomegalovirus is related to sexual activity and contraceptive practices in sexually active women. J. Infect. Dis. 1995. Vol. 171. № 1. P. 33-38. 109. Krieger J.N., Coombs R.W., Collier A.C. et al. Seminal shedding of human immunodeficiency virus type I and human cytomegalovirus. Evidence for different immunologic controls. J. Infect. Dis. 1995. Vol. 171. № 4. P. 1018-1022. 110. Adler B., Sinzger C. Endothelial cells in human cytomegalovirus infection: one host cell out of many or a crucial target for virus spread? Thromb. Haemost. 2009. Vol. 102. № 6. P. 1057-1063. 111. Reinke P., Fietze E., Ode-Hakim S. et al. Late-acute renal allograft rejection and symptomless cytomegalovirus infection. Lancet. 1994. Vol. 344. № 8939-8940. P. 1737-1738. 112. Streblow D.N., Orloff S.L., Nelson J.A. Acceleration of allograft failure by cytomegalovirus. Curr. Opin. Immunol. 2007. Vol. 19. № 5. P. 577-582 113. Valantine H.A., Gao S.Z., Menon S.G. et al. Impact of prophylactic immediate posttransplant ganciclovir on development of transplant atherosclerosis: a post hoc analysis of a randomized, placebo-controlled study. Circulation. 1999. Vol. 100. № 1. P. 61-66. 114. Gerna G., Zipeto D., PcrcivaUe E. et al. Human cytomegalovirus infection ofthe major leu kocyte subpopulations and evidence for ini¬ tial viral replication in polymorphonuclear leu kocytes from viremic patients. J. Infect. Dis. 1992. Vol. 166. № 6. P. 1236-1244. 115. Grefte A., Harmsen M.C., van der Giessen M. et al. Presence of human cytomegalovirus (HCMV) immediate early mRNA but not ppUL83 (lower matrix protein pp65) mRNA in polymorphonuclear and mononuclear leukocytes during active HCMV infection. J. Gen. Virol. 1994. Vol. 75. Pt. 8. P. 1989-1998. 116. Nq-Bautista C.L., Sedmak D.D. Cytomegalovims infection is associated with absence of alveolar epithelial cell HLA class II ant igen expression. J. Infect. Dis. 1 995. Vol. 17 1. № 1. P. 39-44. 117. Plachter B., Sinzger C., Jahn G. Cell types involved in replication and distribution of human cytomegalovirus. Adv. Virus. Res. 1996. Vol. 46. P. 195-261. 118. Sinzger C., Digel M., Jahn G. Cytomegalovirus cell tropism. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 2008. Vol. 325. P. 63–83. 119. Bissinger A.L., Sinzger C., Kaiserling E. et al. Human cytomegalovirus as a direct pathogen: correlation of multiorgan involvement and cell distribution with clinical and pathological findings in a case of congenital inclusion disease. J. Мed. Virol. 2002. Vol. 67. № 2. P. 200–206. 120. Sano N., Izumi K. Hepatic cytomegalovirus involvement in autopsy cases. Acta. Pathol. Jpn. 1991. Vol. 41. № 9. P. 668-672. 121. Sinzger C., Greftc A., Plachter B. et al. Fibroblasts. epithelial cells. endothelial cells and smooth muscle cells arc major targets of human cytomegalovirus infection in lung and gastrointestinal tissues. J. Gen. Virol. 1995. Vol. 76. Pt. 4. P. 741-750. 122. Gamadia L.E., Remmerswaal E.B., Weel J.F. et al. Primary immune responses to human CMV: a critical role for IFN-gamma-producing CD4+ T cells in protection against CMV disease. Blood. 2003. Vol. 101. № 7. P. 2686–2692. 123. Epperson D.E., Pober J.S. Antigen-presenting function of human endothelial cells. Direct activation of resting CD8 T cells. J. Immunol. 1994. Vol. 153. № 12. P. 5402–5412. 124. Hirschberg H., Evensen S.A., Henriksen T., Thorsby E. The human mixed lymphocyte-endothelium culture interaction. Transplantation/ 1975. Vol. 19. № 6. P. 495–504. 125. Pober J.S., Orosz C.G., Rose M.L., Savage C.O. Can graft endothelial cells initiate a host anti-graft immune response? Transplantation. 1996. Vol. 61. № 3. P. 343–349. 126. Savage C.O., Hughes C.C., McIntyre B.W. et al. Human CD4+ T cells proliferate to HLA-DR+ allogeneic vascular endothelium. Identification of accessory interactions. Transplantation. 1993. Vol. 56. № 1. P. 128–134. 127. Waldman W.J., Adams P.W., Orosz C.G., Sedmak D.D. T lymphocyte activation by cytomegalovirusinfected, allogeneic cultured human endothelial cells. Transplantation. 1992. Vol. 54. № 5. P. 887–896. 128. Kondo K., Kancshima H., Mocarski E.S. Human cytomegalovirus latent infection of granulocyte-macrophage progenitors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. Vol. 91. № 25. P. 11879-11883. 129. Ibanez C.E., Schrier R., Ghazal P. et al. Human cytomegalovirus productively infects primary differentiated macrophages. J. Virol. 1991. Vol. 65. № 12. P. 6581–6588. 130. Lathey J.L., Spector S.A. Unrestricted replica¬tion of human cytomegalovirus in hydrocortisone-treated macrophages. J. Virol. 199 1. Vol. 65. № 11. P. 6371-6375. 131. Sinzger C., Plachter B., Grefte A. et al. Tissue macrophages are infected by human cytomegalovirus in vivo. J. Infect. Dis. 1996. Vol. 173. № 1. P. 240–245 132. Grefte A., Blom N., van der Giessen M et al. Ultrastructural analysis of circulating cytomegalic cells in patients with active cytomegalovirus infection: evidence for virus production and endothelial origin. J. Infect. Dis. 1993. Vol. 168. № 5. P. 1110-1118. 133. Myerson D., Hackman R.C., Nelson J.A. et al. Widespread presence of histologically occult cytomegalovirus. Hum. Pathol .1984. Vol. 15. № 5. P. 430439. 134. Percivalle E., Revello M.G., Vago L. et al. Circulating endothelial giant cells permissive for human cytomegalovirus (HCMV) are detected in disseminated HCMV infections with organ involvement. J. Clin. Invest. 1993. Vol. 92. № 2. P. 663-670. 135. Grefte A., van der Giessen M., van Son W., the T.H. Circulating cytomegalovirus (CMV)-infected endothelial cells in patients with an active CMV infection. J. Infect. Dis. 1993. Vol.167. № 2. P. 270–277. 136. Maidji E., Percivalle E., Gerna G. et al. Transmission of human cytomegalovirus from infected uterine microvascular endothelial cells to differentiating/invasive placental cytotrophoblasts. Virology. 2002. Vol. 304. № 1. P. 53–69. 137. Lazzarotto T., Furlini G., Re M.C, Human cytomegalovirus replication correlates with differentiation in a hematopoietic progenitor cell line and can be modulated by HIV-1. Аrch. Virol. 1994. Vol. 135. № 1. P. 13-28. 138. Sinclair J.H., Baillie J., Bryant L.J. et al. Repression of human cytomegalovirus major immediate early gene expression in a monocytic cell line. J. Gen. Virol. Vol. 73. Pt. 2. P. 433-435. 139. Bowden R.A., Mori M., Dobbs S. et al. Mononuclear cell reconstitution in the lung after marrow transplantatio№ Lack of influence of cytomegalovirus pneumonia, irradiation, and graft-versus-host disease. Transplantation. 1993. Vol. 55. № 3. P. 557-561. 140. Riddell S.R., Greenberg P.D. Therapeutic reconstitution of human viral immunity by adoptive transfer of cytotoxic T lymphocyte clones . Curr. Top. Microbiol. Immunol. 1994. Vol. 189. P. 9-34. 141. Riddell S.R., Walter B.A., Gilbert M.J., Greenberg P.D. Selective reconstitution of CD8+ cytotoxic T lymphocyte responses in immunodeficient bone marrow transplant recipients by the adoptive transfer of T cell clones . Bone Marrow Transplant. 1994. Vol. 14. Suppl 4. P. 78-84 142. Schnee M., Ruzsics Z., Bubeck A. et al. Common and specific properties of herpesvirus UL34/UL31 protein family members revealed by protein complementation assay. J. Virol. 2006. Vol. 80. № 23. P. 11658–11666. 143. Krmpotic A., Bubic I., Polic B. et al. Pathogenesis of murine cytomegalovirus infection. Microbes Infect. 2003. Vol. 5. № 13. P. 1263–1277. 144. Mocarski E.S., Kemble G.W. Recombinant cytomegaloviruses for study of replication and pathogenesis.Intervirology. 1996. Vol. 39. № 5-6. P. 320–330. 145. Reddehase M.J., Podlech J., Grzimek N.K. Mouse models of cytomegalovirus latency: overview. J. Clin. Virol. 2002. Vol. 25. Suppl. 2. P. 23–36. 192 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 146. Asano Y., Suga S., Yoshikawa T. et al. Clinical features and viral excretion in an infant with primary human herpesvirus-7 infection. Pediatrics. 1995. Vol. 95. № 2. P. 187–189. 147. Roberts W.H., Sneddon J.M., Waldman J. et al. Cytomegalovirus infection of gastrointestinal endothelium demonstrated by simultaneous nucleic acid hybridization and immunohistochemistry. Arch. Pathol. Lab. Med. 1989. Vol. 113. № 5. P. 461–464. 148. Tsutsui Y., Kosugi I., Kawasaki H. Neuropathogenesis in cytomegalovirus infection: indication of the mechanisms using mouse models. Rev. Med. Virol. 2005. Vol. 15. № 5. P. 327–345. 149. Tumilowicz J.J., Gawlik M.E., Powell B.B. et al. Replication of cytomegalovirus in human arterial smooth muscle cells. J. Virol. 1985. Vol. 56. № 3. P. 839–845. 150. Tugizov S., Maidji E., Pereira L. Role of apical and basolateral membranes in replication of human cytomegalovirus in polarized retinal pigment epithelial cells. J. Gen. Virol. 1996. Vol. 77. Pt. 1. P. 61–74. 151. Sinzger C., Bissinger A.L., Viebahn R, et al. Hepatocytes are permissive for human cytomegalovirus infection in human liver cell culture and In vivo. J. Infect. Dis. 1999. Vol. 180. № 4. P. 976–986. 152. Poland S.D., Costello P., Dekaban G.A., Rice G.P. Cytomegalovirus in the brain: in vitro infection of human brain-derived cells. J. Infect. Dis. 1990. Vol. 162. № 6. P. 1252–1262. 153. Heieren M.H., Kim Y.K., Balfour H.H. Human cytomegalovirus infection of kidney glomerular visceral epithelial and tubular epithelial cells in culture. Transplantation. 1988. Vol. 46. № 3. P. 426–432. 154. Ho D.D., Rota T.R., Andrews C.A. et al. Replication of human cytomegalovirus in endothelial cells. J. Infect. Dis. 1984. Vol. 150. № 6. P. 956– 957. 155. Waldman W.J., Sneddon J.M., Stephens R.E., Roberts W.H. Enhanced endothelial cytopathogenicity induced by a cytomegalovirus strain propagated in endothelial cells. J. Мed. Virol. 1989. Vol. 28. № 4. P.223–230. 156. Halwachs-Baumann G., Wilders-Truschnig M., Desoye G. et al. Human trophoblast cells are permissive to the complete replicative cycle of human cytomegalovirus.J. Virol. 1998. Vol. 72. № 9. P. 7598–7602. 157. Compton T. An immortalized human fibroblast cell line is permissive for human cytomegalovirus infection. J. Virol. 1993. Vol. 67. № 6. P. 3644-3648. 158. Wolff D., Sinzger C., Drescher P. et al. Reduced levels of IE2 gene expression and shutdown of early and late viral genes during latent infection of the glioblastoma cell line U138-MG with selectable recombinants of human cytomegalovirus. Virology. 1994. Vol. 204. № 1. P. 101-13. 159. Gibson W. Molecular biology of human cytomegalovirus / Molecular aspects of human cytomegalovirus diseases, ed. Y. Becker et al. Berlin: Springer, 1993. P. 303-329. 160. Lafemina R.L., Hayward G.S. Differences in cell-type-specific blocks to immediate early gene expression and DNA replication of human, simian and murine cytomegalovirus. J. Gen. Virol. 1988. Vol. 69. Pt. 2. P.355-374 161. Perot K., Walker C.M., Spaete R.R. Primary chimpanzee skin fibroblast cells are fully permissive for human cytomegalovirus replication. J. Gen. Virol. 1992. Vol. 73. Pt. 12. P. 3281-3284. 162. Camalxaman S.N., Zeenathul L.A., Quah Y.W. Establishment of rat brain endothelial cells susceptible to rat cytomegalovirus ALL-03 infection. In Vitro Cell. Dev. Biol. Anim. 2013. Vol. 49. № 3. P. 238–244. 163. Melnick M., Jaskoll T. An In vitro mouse model of congenital cytomegalovirus-induced pathogenesis of the inner ear cochlea. Birth Defects Res. Clin Mol. Тeratol. 2013. Vol. 97. № 2. P. 49-78. 164. Waldman W.J., Roberts W.H., Davis D.H. et al. Preservation of natural endothelial cytopathogenicity of cytomegalovirus by propagation in endothelial cells. Arch. Virol. 1991. Vol.117 № 3-4. P. 143-164. 165. Chi J.T., Chang H.Y., Haraldsen G. et al. Endothelial cell diversity revealed by global expression profiling. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2003. Vol. 100. № 19. P. 10623–10628. 166. Kallmann B.A., Wagner S., Hummel V. et al. Characteristic gene expression profile of primary human cerebral endothelial cells. FASEB J. 2002. Vol. 16. № 6. P. 589–591. 167. Sindre H., Haraldsen G., Beck S. et al. Human intestinal endothelium shows high susceptibility to cytomegalovirus and altered expression of adhesion molecules after infection. Scand. J. Immunol. 2000. Vol. 51. № 4. P. 354–360. 168. Grundy J.E., Lawson K.M., MacCormac L.P. et al. Cytomegalovirusinfected endothelial cells recruit neutrophils by the secretion of C-X-C chemokines and transmit virus by direct neutrophil-endothelial cell contact and during neutrophil transendothelial migration. J. Infect. Dis. 1998. Vol. 177. № 6. P. 1465–1474. 169. Jarvis M.A., Nelson J.A. Human cytomegalovirus tropism for endothelial cells: not all endothelial cells are created equal. J. Virol. 2007. Vol. 81. № 5. P. 2095–2101. 170. Bentz G.L., Yurochko A.D. Human CMV infection of endothelial cells induces an angiogenic response through viral binding to EGF receptor and beta1 and beta3 integrins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2008. Vol. 105. № 14. P. 5531–5536. 171. Dumortier J., Streblow D.№, Moses A.V. et al. Human cytomegalovirus secretome contains factors that induce angiogenesis and wound healing. J. Virol. 2008. Vol. 82. № 13. P. 6524–6535. 172. Adler B., Scrivano L., Ruzcics Z. et al. Role of human cytomegalovirus UL131A in cell type-specific virus entry and release. J. Gen. Virol. 2006. Vol. 87. Pt. 9. P. 2451–2460. 173. Patrone M., Secchi M., Fiorina L. et al. Human cytomegalovirus UL130 protein promotes endothelial cell infection through a producer cell modification of the virion. J. Virol. 2005. Vol. 79. № 13. P. 8361–8373. 174. Wang D., Shenk T. Human cytomegalovirus virion protein complex required for epithelial and endothelial cell tropism. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2005. Vol. 102. № 50. P. 18153–18158. 175. Wang D., Shenk T. Human cytomegalovirus UL131 open reading frame is required for epithelial cell tropism. J. Virol. 2005. Vol. 79. № 16. P. 10330– 10338. 176. Grazia R.M., Baldanti F., Percivalle E. et al. In vitro selection of human cytomegalovirus variants unable to transfer virus and virus products from infected cells to polymorphonuclear leukocytes and to grow in endothelial cells. J. Gen. Virol. 2001. Vol. 82. Pt. 6. P. 1429–1438. 177. Hahn G., Revello M.G., Patrone M. et al. Human cytomegalovirus UL131–128 genes are indispensable for virus growth in endothelial cells and virus transfer to leukocytes. J. Virol. 2004. Vol. 78. № 18. P. 10023–10033. 178. Ryckman B.J., Jarvis M.A., Drummond D.D. et al. Human cytomegalovirus entry into epithelial and endothelial cells depends on genes UL128 to UL150 and occurs by endocytosis and low-pH fusion. J. Virol. 2006. Vol. 80. № 2. P. 710–722. 179. Knight D.A., Waldman W.J., Sedmak D.D. Cytomegalovirus-mediated modulation of adhesion molecule expression by human arterial and microvascular endothelial cells. Transplantation. 1999. Vol. 68. № 11. P. 1814– 1818. 180. Baldanti F., Paolucci S., Campanini G. et al. Human cytomegalovirus UL131A, UL130 and UL128 genes are highly conserved among field isolates. Arch. Virol. 2005. Vol. 105. № 6. P. 1225–1233. 181. Gerna G., Percivalle E., Sarasini A. et al. Rescue of human cytomegalovirus strain AD169 tropism for both leukocytes and human endothelial cells. J. Gen. Virol. 2003. Vol. 84. Pt. 6. P. 1431–1436. 182. Gerna G., Percivalle E., Sarasini A. et al. The attenuated Towne strain of human cytomegalovirus may revert to both endothelial cell tropism and leuko(neutrophil- and monocyte-) tropism in vitro. J. Gen. Virol. 2002. Vol. 83. Pt. 8. P. 1993–2000. 183. MacCormac L.P., Grundy J.E. Two clinical isolates and the Toledo strain of cytomegalovirus contain endothelial cell tropic variants that are not present in the AD169, Towne, or Davis strains. J. Med. Virol. 1999. Vol. 57. № 3. P. 298-307. 184. Sinzger C., Hahn G., Digel M. et al. Cloning and sequencing of a highly productive, endotheliotropic virus strain derived from human cytomegalovirus TB40. E. J. Gen. Virol. 2008. Vol. 89. Pt. 2. P. 359–368. 185. Akter P., Cunningham C., McSharry B.P. et al. Two novel spliced genes in human cytomegalovirus. J. Gen. Virol. 2003. Vol. 84. Pt. 5. P. 1117–1122. 186. Gerna G., Percivalle E., Lilleri D. et al. Dendriticcell infection by human cytomegalovirus is restricted to strains carrying functional UL131–128 genes and mediates efficient viral antigen presentation to CD8+ T cells. J. Gen. Virol. 2005. Vol. 86. Pt. 2. P. 275–284. 187. Knox K.K., Carrigan D.R. Active HHV6 infection in the lymph nodes of HIV infected patients: in vitro evidence that HHV6 can break HIV latency. J. Accquir. Immun. Defic. Syndr. Hum. Retrovirol. 1996. Vol. 11. № 4. P. 370-378. 193 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 188. Okuno T., Takahashi K., Balachandra K. et al. Seroepidemiology of human herpesvirus 6 infection in normal children and adults. J. Clin. Microbiol. 1989. Vol. 27. № 4. P. 651-653. 189. Okuno T., Oishi H., Hayashi K. et al. Human herpesviruses 6 and 7 in cervixes of pregnant women. J. Clin. Microbiol. 1995. Vol. 33. № 7. P. 1968-70. 190. Sada E., Yasukawa M., Ito C. et al. Detection of human herpesvirus 6 and human herpesvirus 7 in the submandibular gland, parotid gland, and lip salivary gland by PCR. J. Clin. Microbiol. 1996. Vol. 34. № 9. P. 2320-2321. 191. Gompels U.A., Nicholas J., Lawrence G. et al. The DNA sequence of human herpesvirus-6: structure, coding content, and genomic evolution. Virology. 1995. Vol. 209. № 1. P. 29-51. 192. Schirmer E.C., Wyatt L.S., Yamanishi K. et al. Differentiation between two distinct classes of viruses now classified as human herpesvirus 6. Proc. Natl. Acad. Sci. 1991. Vol. 88. № 1. P. 5922-5926. 193. Pruksananonda P., Hall C.B., Insel R.A. et al. Primary human herpesvirus infection in young children. N. Engl. J. Med. 1992. Vol. 326. № 22. P. 1445-1452. 194. Yamanishi K., Okuno T., Shiraki K. et al. Identification of human herpesvirus-6 as a causal agent for exanthem subitum. Lancet. 1988. Vol. 1. № 8594. P. 1065-1067. 195. Steeper T.A., Horwitz C.A., Ahlashi D.V. et al. The spectrum of clinical and laboratory findings resulting from human herpesvirus-6 (HHV-6) in patients with mononucleosis-like illnesses not resulting from Epstein-Barr virus or cytomegalovirus. Am. J. Clin. Pathol. 1990. Vol. 93. № 6. P. 776-783. 196. Drobyski W.R., Dunne W.M., Burd E.M. et al. Human herpesvirus-6 (HHV-6) infection in allogeneic bone marrow transplant recipients: evidence of a marrow suppressive role for HHV-6 in vivo. J. Inf. Dis. 1993. Vol. 167. № 3. P. 735-739. 197. Carrigan D.R., Dobryski W.R., Russler S.K. et al. Interstitial pneumonitis associated with human herpesvirus-6 infection after marrow transplantation. Lancet. 1991. Vol. 338. № 8760. P. 147-149. 198. Razzaque A., Williams О., Wang H., Rhim J.S. Neoplastic transformation of immortalized human epidermal keratinocytes by two HHV6 DNA clones. Virology. 1993. Vol. 195. № 1. P. 113-120. 199. Suga S., Suzuki K., Ihira M. et al. Clinical characteristics of febrile convulsions during primary HHV-6 infection. Arch. Dis. Child. 2000. Vol. 82. № 1. P.62-66. 200. Singh №, Carrigan D.R. Human herpesvirus-6 in transplantation: an emergingpathogen. Ann. Intern. Med. 1996. Vol. 124. № 12. P. 1065-1071. 201. Chen C.L., Hsu M.M., Hsu H.C. Differential expression of EBER1 in nontumor nasopharyngeal biopsies and nontumor component of nasopharyngeal carcinoma. Intervirology. 1996. Vol. 39. № 4. P. 230–235. 202. Yadav M., Chandrashekran A., Vasudevan D.M., Ahlashi D.V.. Frequent detection of human herpesvirus 6 in oral carcinoma. J. Natl. Cancer. Inst. 1994. Vol. 86. № 23. P. 1792-1794. 203. Ablashi D.V., Balanchandran №, Josephs S.F. et al. Genomic polymorphism, growth properties, and immunologic variations in human herpesvirus-6 isolates . Virology. 1991. Vol. 184. № 2. P. 545-552. 204. Takahashi K., Sonoda S., Higashi K. et al. Predominant CD4 T-lymphocyte tropism of human herpesvirus 6-related virus. J. Virol. 1989. Vol. 63. № 7. Р. 3161-3163. 205. Kondo K., Kondo T., Okuno T. et al. Latent human herpesvirus 6 infection of human monocyte/macrophages. J. Gen. Virol. 1991. Vol. 72. Pt. 6. P. 1401-1408. 206. Agut H., Calvez V., Fillet A.M., Huraux J.M. The discovery of three novel human viruses, human herpesviruses 6, 7, and 8. Bull. Acad. Natl. Med. 1997. Vol. 181. № 6. P. 1009-1012. 207. Salahuddin S.Z., Ablashi D.V., Markham P.D. et al. Isolation of a new virus, HBLV, in patients with lymphoproliferative disorders. Science. 1986. Vol. 234. № 4776. P. 596-601. 208. Cone R.W., Huang M.L., Hackman R.C., Corey L. Coinfection with human herpesvirus 6 variants A and B in lung tissue. J. Clin. Microbiol. 1996. Vol. 34. № 4. P. 877-881. 209. He J., McCarthy M., Zhou Y. et al. Infection of primary human fetal astrocytes by human herpesvirus 6. J. Virol. 1996. Vol. 70. № 2. P. 1296-1300. 210. Levy J.A., Ferro F., Lennette E.T. et al. Characterization of a new strain of HHV-6 (HHV-6) recovered from the saliva of an HIV-infected individual. Virology. 1990. Vol. 178. № 1. P. 113-21. 211. Luppi M., Barozzi P., Maiorana A. et al. Human herpesvirus-6: a survey of presence and distribution of genomic sequences in normal brain and neuroglial tumors. J. Med. Virol. 1995. Vol. 47. № 1. P. 105-111. 212. Yoshikawa T., Asano Y., Akimoto S. et al. Latent infection of human Herpesvirus 6 in astrocytoma cell line and alteration pf cytokine synthesis. J. Med. Virol. 2002. Vol. 66. № 4. P. 497-505. 213. Frenkel N., Wyatt L.S. HHV-6 and HHV-7 as exogenous agents in human lymphocytes. Dev. Biol. Stand. 1992. Vol. 72. P. 259-265. 214. Carrigan D.R., Knox K.K., Tapper M.A. Suppression of human immunodeficiency virus type 1 replication by human herpesvirus-6. J. Infect. Dis. 1990. Vol. 162. № 4. P. 844-851. 215. Horvat R.T., Wood .C, Balachandran N. Transactivation of human immunodeficiency virus promoter by human herpesvirus 6. J. Virol. 1989. Vol. 63. № 2. P. 970-973. 216. Levy J.A., Landay A., Lennette E.T. HHV-6 inhibits HIV-1 replication in cell culture. J. Clin. Microbiol. 1990. Vol. 28. № 10. P. 2362-2364. 217. Lusso P., Ensoli B., Markham P.D. et al. Productive dual infection of human CD4+ T lymphocytes by HIV-1 and HHV-6. Nature. 1989. Vol. 337. № 6205. P. 370-373. 218. Lusso P., DeMaria A., Malnati M., Lori F. Induction of CD4 and susceptibility to HIV-1 infection in human CD8+ T lymphocytes by human herpesvirus-6. Nature. 1991. Vol. 349. № 6309. P. 533-535. 219. Ablashi D.V., Handy M., Bernbaum J. et al Propagation and characterization of human herpesvirus-7 (HHV-7) isolates in a continuous T-lymphoblastoid cell line (SupT1). J. Virol. Methods. 1998. Vol. 73. № 2. P. 123-140. 220. Campadelli-Fiume G., Mirandola P., Menotti L. Human Herpesvirus 6: An еmerging рathogen. Emerg. Infect. Dis. 1999. Vol. 5. № 3. P. 353-366. 221. Downing R.G., Sewankambo №, Serwadda D. et al. Isolation of human lymphotropic herpesviruses from Uganda. Lancet. 1987. Vol. 2. № 8555. P. 390. 222. Levy J.A. Three new human herpesviruses (HHVG, 7, and 8). Lancet. 1997. Vol. 349. № 9051. P. 558-562. 223. Tedder R.S., Briggs M., Cameron C.H. et al. A novel lymphotropic herpesvirus. Lancet. 1987. Vol. 2. № 8555. P. 390-392. 224. Pessina A., Bonomi A., Cocce V. et al. Assessment of human herpesvirus-6 infection in mesenchymal stromal cells ex vivo expanded for clinical use. Transpl. Infect. Dis. 2009. Vol. 11. № 6. P. 491-496. 225. Ablashi D.V., Lusso P., Hung C.L. et al. Utilization of human hematopoietic cell lines for the propagation and characterization of HBLV (human herpesvirus 6). Dev. Biol. Stand. 1989. Vol. 70. P. 139-146. 226. Albright A.V., Lavi E., Black J.B. et al. The effect of human herpesvirus-6 (HHV-6) on cultured human neural cells: oligodendrocytes and microglia. J. Neurovirol. 1998. Vol. 4. № 5. P. 486-494. 227. Cermelli C., Concari M., Carubbi F. et al. Growth of human herpesvirus 6 in HEPG2 cells. Virus. Res. 1996. Vol. 45. № 2. P. 75-85. 228. Wu C.A., Shanley J.D. Chronic infection of human umbilical vein endothelial cells by human herpesvirus-6. J. Gen. Virol. 1998. Vol. 79. Pt. 5. P. 1247-1256. 229. Ablashi D.V., Berneman Z.N., Kamarsky B. et al. Human herpesvirus-7 (HHV-7): current status. Clin. Diag. Virol. 1995. Vol. 4. № 1. P. 1-13. 230. Wyatt L.S., Rodriguez W.J., Balanchandran N., Frenkel N. Human herpesvirus 7: antigenic properties and prevalence in children and adults. J. Viral. 1991. Vol. 65. P. 11. P. 6260-6265. 231. DiLuca D., Mirandola P., Ravaichi T. et al. Human herpesviruses-6 and 7 in salivary glands and shedding in saliva of healthy and human immunodeficiency virus positive individuals. J. Med. Virol. 1995. Vol. 174. № 2. P. 396-401. 232. Kidd I.M., Clark D.A., Ait-Khaled M. Measurement of human herpesvirus-7 load in peripheral blood and saliva in healthy subjects by quantitative polymerase chain reaction. J. Infect. Dis. 1996. Vol. 174. № 2. P. 439401. 233. Levy J.A., Ferro F., Greenspan D., Lennette E.T. Frequent isolation of HHV-6 from saliva and high seroprevalence to the virus in the population. Lancet. 1990. Vol. 335. № 8697. P. 1047-1050. 234. Wyatt L.S., Frenkel N. Human herpesvirus 7 is a constitutive inhabitant of adult human saliva. J. Virol. 1992. Vol. 66. № 5. P. 3206-3209. 235. Yadav M., Nambiar S., Khoo S.P. Detection of human herpesvirus in salivary glands. Arch. Oral. Biol. 1997. Vol. 42. № 8. P. 559–567. 236. Suga S., Yoshikawa T., Nagai T., Asano Y. Clinical features and virological 194 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 findings in children with primary human herpesvirus 7 infection. Pediatrics. 1997. Vol. 99. № 3. E. 4. 237. Portolani M., Cermelli C., Mirandela P., DiLuca D. Isolation of human herpesvirus-7 from an infant with febrile syndrome. J. Med. Virol. 1995. Vol. 45. № 3. P. 282–283. 238. Kawa-Ha K., Tanaka-Taya K., Inour M. et al. Isolation of human herpesvirus-7 from a child with symptoms mimicking chronic Epstein-Barr virus infection. Br. J. Virol. 1993. Vol. 84. № 3. P. 545–548. 239. Chan P.K., Peiris J.S., Yuen K.Y. et al. Human herpesvirus 6 and 7 infections in bone marrow transplant recipients. J. Med. Virol. 1997. Vol. 53. № 3. P. 295–305. 240. Wang F.Z., Dahl H., Linde A.et al. Lymphotropic herpesviruses in allogenic bone marrow transplantation. Blood. 1996. Vol. 88. № 9. P. 3615– 3620. 241. Berneman Z.N., Gallo R.C., Ablashi D. Human herpesvirus 7 (HHV-7) strain JI: independent confirmation of HHV-7. J. Infect. dis. 1992. Vol. 166. № 3. P. 690-691. 242. DiLuca D., Zorzenon M., Mirandola P. et al. Human herpesvirus 6 and human herpesvirus 7 in chronic fatigue syndrome. J. Clin. Microbiol. 1995. Vol. 33. № 6. P. 1660–1661. 243. Secchiero P., Berneman Z.N., Gallo R.C., Lusso P. Biological and molecular characteristics of human herpesvirus 7: in vitro growth optimization and development of a syncytia inhibition test. Virology. 1994. Vol. 202. № 1. P. 506– 512. 244. Drago F., Ranieri E., Malaguti F. et al. Human herpesvirus-7 in pityriasis rosea. Lancet. 1997. Vol. 349. № 9062. P. 1367–1377. 245. Katsafanas G.C. , Schirmert E.C., Wyatr L.S, Frenkel N. In vitro activation of human herpesviruses 6 and 7 from latency. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. Vol. 93. № 18. P. 9788-9792. 246. Berneman Z.N., Ablashi D.V., Li G. et al. Human herpesvirus 7 is a T-lymphotropic virus and is related to, but significantly different from, human herpesvirus 6 and human cytomegalovirus. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. Vol. 89. № 21. P. 10552–10556. 247. Frenkel N., Schirmer E.C., Wyatt L.S. et al. Isolation of a new herpesvirus from human CD4+ T cells. Proc. Natl. Acad. Sci. 1990. Vol. 87. № 2. P. 748-752. 248. Klussmann J.P., Krueger E., Sloots T. Ultrastructural study of human herpesvirus-7 replication in tissue culture. Virchows. Arch. 1997. Vol. 430. № 5. P. 417–426. 249. Lusso P., Secchiero P., Crowley R.W. et al. CD4 is a critical component of the receptor for human herpesvirus 7: interference with human immunodeficiency virus. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. Vol. 91. № 9. P. 38723876. 250. Rickinson A. B., Kieff E. Epstein-Barr virus / Virology, 5th ed, ed. D.M. Knipe et al. Philadelphia, PA: Williams & Wilkins, 2007. P. 2655–2700. 251. Chen C., Li D., Guo N. Regulation of cellular and viral protein expression by the Epstein-Barr virus transcriptional regulator Zta: implications for therapy of EBV associated tumors. Cancer. Biol. Ther. 2009. Vol. 8. № 11. P. 987–995. 252. Kieff E.D., Rickinson A.B. Epstein-Barr virus and its replication / Virology , 5th ed., ed. D.M. Knipe et al. Philadelphia, PA: Williams & Wilkins, 2007. P. 2603–2654. 253. Hoagland R. J. The transmission of infectious mononucleosis. Am. J. Med. Sci. 1955. Vol. 229. № 3. P. 262–272. 254. Sixbey J.W., Nedrud J.G., Raab-Traub N. et al. Epstein-Barr virus replication in oropharyngeal epithelial cells. N. Engl. J. Med. 1984. Vol. 310. № 19. P. 1225–1230. 255. Tao Q., Srivastava G., Chan A.C.L., Chung L.P. Evidence for lytic infection by Epstein-Barr virus in mucosal lymphocytes instead of nasopharyngeal epithelial cells in normal individuals. J. Med. Virol. 1995. Vol. 45. № 1. P. 71-77. 256. Greenspan J.S., Greenspan D., Lennette E.T. Replication of Epstein-Barr virus within the epithelial cells of oral “hairy” leukoplakia, an AIDS-assosiated lesion. N. Engl. J. Med. 1985. Vol. 313. № 25. P. 1564-1571. 257. Lemon S.M., Hutt L.M., Shaw J.E. et al. Replication of EBV in epithelial cells during infectious mononucleosis. Nature. 1977. Vol. 268. № 5617. P. 268270. 258. Wolf H., Haus M., Wilmes E. Persistence of Epstein-Barr virus in the parotid gland. J. Virol. 1984. Vol. 51. № 3. P. 795-798. 259. Thorley-Lawson D.A., Hawkins J.B., Tracy S.I., Shapiro M. The pathogenesis of Epstein–Barr virus persistent infection. Curr. Opin. Virol. 2013. Vol. 3. № 3. P. 227-232. 260. Thorley-Lawson D.A., Babcock J.G. A model for persistent infection with Epstein-Barr virus: the stealth virus of human B cells. Life Sciences. 1999. Vol. 65. № 14. P. 1433-145. 261. Imai S., Nishikawa J., Takada K. Cell-to-cell contact as an efficient mode of Epstein-Barr virus infection of diverse human epithelial cells. J. Virol. 1998. Vol. 72. № 5. P. 4371-4378. 262. Gradoville L., Grogan E., Taylor N. et al. Differences in the extent of activation of Epstein–Barr virus replicative gene expression among four nonproducer cell lines stably transformed by oriP/BZLF1 plasmids. Virology. 1990. Vol.178. № 2. P. 345–354. 263. Gradoville L., Kwa D., El-Guindy A., Miller G. Protein kinase C-independent activation of the Epstein–Barr virus lytic cycle. J. Virol. 2002. Vol. 76. № 11. P. 5612–5626. 264. Nonkwelo C.B., Long W.K. Regulation of Epstein–Barr virus BamHI-H divergent promoter by DNA methylation. Virology.1993. Vol. 197. № 1. P. 205-215. 265. Paulson E. J., Speck S. H. Differential methylation of Epstein–Barr virus latency promoters facilitates viral persistence in healthy seropositive individuals. J. Virol. 1999. Vol. 73. № 12. P. 9959–9968. 266. Szyf M., Eliasson L., Mann V. et al. Cellular and viral DNA hypomethylation associated with induction of Epstein–Barr virus lytic cycle. Proc. Natl. Acad. Sc. USA. 1985. Vol. 82. № 23. P. 8090–8094. 267. Gutsch D. E., Holley-Guthrie E. A., Zhang Q. et al. The bZIP transactivator of Epstein–Barr virus, BZLF1, functionally and physically interacts with the p65 subunit of NF-kappa B. Mol. Cell. Biol. 1994. Vol. 14. № 3. P. 1939–1948. 268. Morrison T. E., Kenney S. C. BZLF1, an Epstein–Barr virus immediateearly protein, induces p65 nuclear translocation while inhibiting p65 transcriptional function. Virology. 2004. Vol. 328. № 2.P. 219–232. 269. Sista N. D., Pagano J. S., Liao W., Kenney S. Retinoic acid is a negative regulator of the Epstein–Barr virus protein (BZLF1) that mediates disruption of latent infection. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. Vol. 90. № 9. P. 3894–3898. 270. Gao X., Tajima M., Sairenji T. Nitric oxide down-regulates Epstein–Barr virus reactivation in epithelial cell lines. Virology. 1999. Vol. 258. № 2. P. 375– 381. 271. Kawanishi M. Nitric oxide inhibits Epstein–Barr virus DNA replication and activation of latent EBV. Intervirology. 1995. Vol. 38. № 3-4. P. 206–213. 272. Kraus R. J., Perrigoue J. G., Mertz J. E. ZEB negatively regulates the lyticswitch BZLF1 gene promoter of Epstein–Barr virus. J. Virol. 2003. Vol. 77. № 1. P. 199–207. 273. Moghaddam A., Rosenzweig M., Lee-Parritz D. et al. An Animal Model for Acute and Persistent Epstein-Barr Virus Infection. Scienсе. 1997. Vol. 276. № 5321. P. 2030-2033. 274. Shope T., Dechairo D., Miller G. Malignant lymphoma in cottontop marmosets after inoculation with Epstein-Barr virus. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1973. Vol. 70. № 90. P. 2487-2491. 275. Wang F. Nonhuman primate models for Epstein-Barr virus infection. Curr. Opin. Virol. 2013. Vol. 3. № 3. P. 233-237. 276. Moghaddam A., Koch J., Annis B., Wang F. Infection of human B lymphocytes with lymphocryptoviruses related to Epstein-Barr virus. J. Virol. 1998. Vol. 72. № 4. P. 3205-3212. 277. Shimizu N., Yoshiyama H., Takada K. Clonal propagation of Epstein-Barr virus (EBV) recombinants in EBV-negative Akata cells. J . Virol. 1996. Vol. 70. № 10. P. 7260–7263. 278. Yoshiyama H., Imai S., Shimizu N., Takada K. Epstein-Barr virus infection of human gastric carcinoma cells: implication of the existence of a new virus receptor different from CD21. J. Virol. 1997. Vol. 71. № 7. P. 5688–5691. 279. Thorley-Lawson D.A., Mann K.P. Early events in Epstein-Barr virus infection provide a model for B cell activation. J Exp Med. 1985. Vol.162. № 1. P. 45-59. 280. Aman P., Ehlin-Henriksson B., Klein G. Epstein-Barr virus susceptibility of normal human B lymphocyte populations. J. Exp. Med. 1984. Vol. 159. № 1. P. 208-220. 281. Kenney S.C. Reactivation and lytic replication of EBV / Human Herpesviruses: Biology, Therapy, and Immunoprophylaxis, ed. A. Arvin. Cambridge: Cambridge University Press, 2007. Chapter 25. 195 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 282. Glaser R., Lang C. M., Lee K. J. et al. Attempt to infect nonmalignant nasopharyngeal epithelial cells from humans and squirrel monkeys with Epstein-Barr virus. J. Natl. Cancer Inst. 1980. Vol. 64. № 5. P. 1085–1090. 283. Chang Y., Tung C. H., Huang Y. T. et al. Requirement for cell-to-cell contact in Epstein-Barr virus infection of nasopharyngeal carcinoma cells and keratinocytes. J. Virol. 1999. Vol. 73. № 10. P. 8857–8866. 284. Nishikawa J., Imai S., Oda T. et al. Epstein-Barr virus promotes epithelial cell growth in the absence of EBNA2 and LMP1 expression. J. Virol. 1999. Vol. 73. № 2. P. 1286–1292. 285. Tajima M., Komuro M., Okinaga K. Establishment of Epstein-Barr viruspositive human gastric epithelial cell lines. Jpn. J. Cancer Res. 1998. Vol. 89. № 3. P. 262–268. 286. Fingeroth J.D., Diamond M.E., Sage D.R. et al. CD21-dependent infection of an epithelial cell line, 293, by Epstein-Barr virus. J. Virol. 1999. Vol. 73. № 3. P. 2115–2125. 287. Knox P. G., Li Q. X., Rickinson A. B., Young L. S. In vitro production of stable Epstein-Barr virus-positive epithelial cell clones which resemble the virus: cell interaction observed in nasopharyngeal carcinoma. Virology. 1996. Vol. 215. № 1. P. 40–50. 288. Martel-Renoir D., Grunewald V., Touitou R. et al. Qualitative analysis of the expression of Epstein-Barr virus lytic genes in nasopharyngeal carcinoma biopsies. J. Gen. Virol. 1995. Vol. 76. Pt. 6. P. 1401–1408. 289. Tugizov S. M., Berline J. W., Palefsky J. M. Epstein-Barr virus infection of polarized tongue and nasopharyngeal epithelial cells. Nat. Med. 2003. Vol. 9. № 3. P. 307–314. 290. Gullo C., Low W.K., Teoh G. Association of Epstein-Barr virus with nasopharyngeal carcinoma and current status of development of cancerderived cell lines. Ann. Acad. Med. Singapore. 2008. Vol. 37. № 9. P. 769-777. 291. Chang Y., Sheen T. S., Lu J. et al. Detection of transcripts initiated from two viral promoters (Cp and Wp) in Epstein-Barr virus-infected nasopharyngeal carcinoma cells and biopsies. Lab. Investig. 1998. Vol. 78. № 6. P. 715–726. 292. Shapiro I. M., Volsky D. J. Infection of normal human epithelial cells by Epstein-Barr virus. Science. 1983. Vol. 219. № 4589. P. 1225–1228. 293. Speck P., Longnecker R. Infection of breast epithelial cells with EpsteinBarr virus via cell-to-cell contact. J. Natl. Cancer. Inst. 2000. Vol. 92. № 22. P. 1849–1851. 294. Li Q., Spriggs M. K., Kovats S. et al. Epstein-Barr virus uses HLA class II as a cofactor for infection of B lymphocytes. J. Virol. 1997. Vol. 71. № 6. P. 4657–4662. 295. Sixbey J. W., Yao Q. Y. Immunoglobulin A-induced shift of Epstein-Barr virus tissue tropism. Science. 1992. Vol. 255. № 5051. P. 1578–1580. 296. Li Q. X., Young L. S., Niedobitek G. et al. Epstein-Barr virus infection and replication in a human epithelial cell system. Nature. 1992. Vol. 356. № 6367. P. 347–350. 297. Molesworth S.J., Lake C.M., Borza C.M. et al. Epstein-Barr virus gH is essential of B cells but also plays a role in attachment of virus to epithelial cells. J. Virol. 2000. Vol. 74. P. 6324-6332. 298. Wang X., Hutt-Fletcher L.M. Epstein-Barr virus lacking glycoprotein gp42 can bind to B cells but is np able to infect. J. Virol. 1998. Vol. 72. № 1. P. 158-163. 299. Borza C.M., Hutt-Fletcher L.M. Alternate replication in B cells and epithelial cells swithches tropism of Epstein-Barr virus. Nat. Med. 2002. Vol. 8. № 6. P. 594-599.( 300. Haan K.M., Kwok W.W., Longnecker R., Speck P. Epstein-Barr virus entry utilizing HLA-DP or HLA-DQ as a coreceptor. J. Virol. 2000. Vol. 74. № 5. P. 24512454. 301. Wang X., Kenyon W.J., li Q.et al. Epstein-Barr virus uses different complexes of glycoproteins gH and gL to infect B lymphocytes and epithelial cells. J. Virol. 1998. Vol. 72. № 7. P. 5552-5558. 302. Hsu M., Wu S.Y., Chang S.S. et al. Epstein-Barr virus lytic transactivator Zta enhances chemotactic activity through induction of interleukin-8 in nasopharyngeal carcinoma cells. J. Virol. 2008. Vol. 82. № 7. P. 3679–3688. 303. Lee C.H., Yeh T.H., Lai H.C. et al. Epstein-Barr virus Zta-Induced immunomodulators from nasopharyngeal carcinoma cells upregulate Interleukin-10 production from monocytes. J. Virol. 2011. Vol. 85. Pt. 14. P. 7333–7342. 304. Chang Y., Cesarman E., Pessin M.S. et al. Identification of herpesviruslike DNA sequences In AIDS-associated Kaposi’s sarcoma. Science. 1994. Vol. 266. № 5192. P. 1865-1869. 305. Engels E.A., Eastman H., Ablashi D.V. et al. Risk of transfusionassociated transmission of human herpesvirus 8. J. Natl. Cancer. Inst. 1999. Vol. 91. № 20. P. 1773–1775. 306. Operskalski E.A., Busch M.P, Mosley J.W. et al.: Blood donations and viruses. Lancet. 1997. Vol. 349. № 9061. P. 1327-1328. 307. Pellett P.E., Wright D.J., Engels E.A. et al. Multicenter comparison of serologic assays and estimation of human herpesvirus 8 seroprevalence among US blood donors. Transfusion. 2003. Vol. 43. № 9. P. 1260–1268. 308. Boldogh I., Szaniszlo P., Bresnahan W. A. et al. Kaposi’s sarcoma herpesvirus-like DNA sequences in the saliva of individuals infected with human immunodeficiency virus. Clin. Infect. Dis. 1996. Vol. 23. № 2. P. 406–407. 309. Koelle D. M., Huang M. L., Chandran B. et al. Frequent detection of Kaposi’s sarcoma-associated herpesvirus (human herpesvirus 8) DNA in saliva of human immunodeficiency virusinfected men: clinical and immunologic correlates. J. Infect. Dis. 1997. Vol. 176. № 1. P. 94–102. 310. Vieira J., Huang M. L., Koelle D. M., Corey L. Transmissible Kaposi’s sarcoma-associated herpesvirus (human herpesvirus 8) in saliva of men with a history of Kaposi’s sarcoma. J. Virol. 1997. Vol. 71. № 9. P. 7083–7087. 311. Mendez J.C., Procop G.W., Espy M.J. et al. Relationship of HHV8 replication and Kaposi’s sarcoma after solid organ transplantation. Transplantation. 1999. Vol. 67. № 8. P. 1200–1201. 312. Dollard S.C., Nelson K.E., Ness P.M. et al. Possible transmission of human herpesvirus-8 by blood transfusion in a historical United States cohort. Transfusion. 2005. Vol. 45. № 4. P. 500–503. 313. Freidman-Kien A., Saltxman B.R.,, Cao Y. Kaposi’s sarcoma in HIVnegative homosexual men. Lancet. 1990. Vol. 335. № 8682. P. 168-169. 314. Levy J.A. A new human herpesvirus: KSHV or HHVB? Lancet. 1995. Vol. 346. № 8978. P. 786. 315. Penn I. Kaposi’s sarcoma in organ transplant recipients. Transplantation. 1979. Vol. 27. № 1. P. 8-11. 316. Cesarman E., Chang .Y, Moore P.S. et al. Kaposi’s sarcoma-associated herpesvirus-like DNA sequences in AIDS-related body-cavity-based lymphomas. N. Engl. J. Med. 1995. Vol. 332. № 18. P. 1186-1191. 317. Henke-Gendo C., Mengel M., Hoeper M.M. et al. Absence of Kaposi’s sarcoma-associated herpesvirus in patients with pulmonary arterial hypertension. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 2005. Vol. 172. № 12. P. 1581–1585. 318. Qu L., Triulzi D. J., Rowe D. T., Jenkins F. J. Detection of HHV-8 (human herpesvirus-8) genomes in induced peripheral blood mononuclear cells (PBMCs) from US blood donors. Vox. Sanguinis. 2011. Vol. 100. № 3. P. 267–271. 319. Boshoff C., Schultz T.F., Kennedy M.M. et al. Kaposi’s sarcomaassociated herpesvirus infects endothelial and spindle cells. Nut. Med. 1995. Vol. 1. № 12. P. 1274-1278. 320. Li J.J., Huang Y.Q. Cockerel C.J., Friedman-Kien A.E. Localization of human herpes-like virus type 8 in vascular endothelial cells and perivascular spindle-shaped cells of Kaposi’s sarcoma lesions by in situ hybridization. Am. J. Pathol. 1996. Vol. 148. № 6. P. 1741-1748. 321. McAllister S. C., Moses A. V. Endothelial cell- and lymphocyte-based in vitro systems for understanding KSHV biology. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 2006. Vol. 312. P. 211–244. 322. Staskus K.A., Zhong W., Genhard K. et al. Kaposi’s sarcoma-associated herpesvirus gene expression in endothelaial (spindle) tumour cells. J. Virol. 1997. Vol/ 71. № 1. P. 715-719. 323. Corbellino M., Poirel L., Bestetti G. et al. Restricted tissue distribution of extralesional Kaposi’s sarcoma-associated herpesvirus-like DNA sequences in AIDS patients with Kaposi’s sarcoma. AIDS Res. Hum. Retroviruses. 1996. Vol. 12. № 8. P. 651–657. 324. Corey L., Brodie S., Huang M. L. et al. HHV-8 infection: a model for reactivation and transmission. Rev. Med. Virol. 2002. Vol. 12. № 1. P. 47–63. 325. Johnson A.S., Maronian N., Vieira J. Activation of Kaposi’s sarcomaassociated Herpesvirus lytic gene expression during epithelial differentiation. J. Virol. 2005. Vol. 79. Pt. 21. P. 13769–13777. 326. Dezube B. J., Zambela M., Sage D. R. et al. Characterization of Kaposi sarcoma-associated herpesvirus/human herpesvirus-8 infection of human vascular endothelial cells: early events. Blood. 2002. Vol. 100. № 3. P. 888–896. 196 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 327. Flore O., Rafii S., Ely S. et al. Transformation of primary human endothelial cells by Kaposi’s sarcomaassociated herpesvirus. Nature. 1998. Vol. 394. № 6693. P. 588–592. 328. Moses A.V., Fish K.№, Ruhl R. et al. Long-term infection and transformation of dermal microvascular endothelial cells by human herpesvirus 8. J .Virol. 1999. Vol. 73. № 8. P. 6892–6902. 329. Panyutich E. A., Said J. W., Miles S. A. Infection of primary dermal microvascular endothelial cells by Kaposi’s sarcoma-associated herpesvirus. AIDS. 1998. Vol. 12. № 5. P. 467–472. 330. Cerimele F., Curreli F., Ely S. et al. Kaposi’s sarcoma-associated herpesvirus can productively infect primary human keratinocytes and alter their growth properties. J. Virol. 2001. Vol. 75. № 5. P. 2435–2443. 331. Vieira J., O’Hearn P., Kimball L. et al. Activation of Kaposi’s sarcomaassociated herpesvirus (human herpesvirus 8) lytic replication by human cytomegalovirus. J. Virol. 2001. Vol. 75. № 3. P. 1378–1386. 332. Bechtel, J. T., Liang Y., Hvidding J., Ganem D. Host range of Kaposi’s sarcoma-associated herpesvirus in cultured cells. J. Virol. 2003. Vol. 77. № 11. P. 6474–6481. 333. Foreman K. E., Friborg J., Kong W. P. et al. Propagation of a human herpesvirus from AIDS-associated Kaposi’s sarcoma. N. Engl. J. Med. 1997. Vol. 336. № 3. P. 163–171. 334. Renne R., Blackbourn D., Whitby D. et al. Limited transmission of Kaposi’s sarcoma-associated herpesvirus in cultured cells. J. Virol. 1998. Vol. 72. № 6. P. 5182–5188. 335. Ciufo D. M., Cannon J. S., Poole L. J. et al. Spindle cell conversion by Kaposi’s sarcomaassociated herpesvirus: formation of colonies and plaques with mixed lytic and latent gene expression in infected primary dermal microvascular endothelial cell cultures. J. Virol. 2001. Vol. 75. № 12. P. 5614–5626. 336. Lagunoff M., Bechtel J., Venetsanakos E. et al. De novo infection and serial transmission of Kaposi’s sarcoma-associated herpesvirus in cultured endothelial cells. J. Virol. 2002. Vol. 76. № 5. P. 2440–2448. 337. Bigoni B., Dolcetti R., de Lellis L. et al. Human herpesvirus 8 is present in the lymphoid system of healthy persons and can reactivate in the course of AIDS. J. Infect. Dis. 1996. Vol. 173. № 3. P. 542–549. 338. Kliche S., Kremmer E., Hammerschmidt W. et al. Persistent infection of Epstein-Barr virus-positive B lymphocytes by human herpesvirus 8. J. Virol. 1998. Vol. 72. № 10. P. 8143–8149. 339. Rivas C., Thlick A.E., Parravicini C. et al. Kaposi’s sarcomaassociated herpesvirus LANA2 is a B-cell-specific latent viral protein that inhibits p53. J. Virol. 2001. Vol. 75. № 1. P. 429–438. 340. Cannon J.S., Ciufo D., Hawkins A.L. A new primary effusion lymphomaderived cell line yields a highly infectiousKaposi’s sarcomaherpesviruscontaining supernatant. J. Virol. 2000. Vol. 74. № 21. P. 10187–10193. 341. Gasperini P.,Barbierato M., Martinelli C. et al. Use of a bjab-derived cell line for isolation of human Herpesvirus 8. J. Clin. Microbiol. 2005. Vol. 43. № 6. P. 2866–2875. 342. Picchio G.R., Sabbe R.E., Gulizia R.J. et al. The KSHV/HHV8-infected BCBL1 lymphoma line causes tumors in SCID mice but fails to transmit virus to a human peripheral bloodmononuclear cell graft. Virology. 1997. Vol. 238. № 1. P. 22–29. 343. Matsushima A.Y., Strauchen J.A., Lee G. et al. Posttransplantation plasmacytic proliferations related to Kaposi’s sarcoma-associated herpesvirus. Am. J. Surg. Pathol. 1999. Vol. 23. № 11. P. 1393–400. 344. Strauchen J.A., Hauser A.D., Burstein D. et al. Body cavity-based malignant lymphoma containing Kaposi sarcoma-associated herpesvirus in an HIV-negative man with previous Kaposi sarcoma. Ann. Intern. Med. 1996. Vol. 125. № 10. P. 822–825. 345. Renne R., Zhong W., Herndier B. et al. Lytic growth of Kaposi’s sarcomaassociated herpesvirus (human herpesvirus 8) in culture. Nat. Med. 1996. Vol. 2. № 3. P. 342–346. 346. Lukac D.M., Kirshner JR., Ganem D. Transcriptional activation by the product of open reading frame 50 of Kaposi’s sarcoma-associated herpesvirus is required for lytic viral reactivation in B cells. J. Virol. 1999. Vol. 73. № 11. P. 9348–9361. 347. Blackbourn D.J., Ambroziak J.A., Lennette E.T. et al. The novel herpesvirus-like DNA sequences detected in Kaposi’s sarcoma correlate with an infectious agent / Proceedings of the 87th annual meeting, American Association for Cancer Research. Washington DC, April 20-24, 1996. № 37. P. 564. 348. Naranatt P.P., Krishnan H.H., Svojanovsky S.R. et al. Host gene induction and transcriptional reprogramming in Kaposi’s sarcoma-associated herpesvirus (KSHV/HHV-8)-infected endothelial, fibroblast, and B cells: insights into modulation events early during infection. Cancer Res. 2004. Vol. 64. № 1. P. 72–84. 349. Aluigi M.G., Albini A., Carlone S. KSHV sequences in biopsies and cultured spindle cells of epidemic, iatrogenic and Mediterranean forms of Kaposi’s sarcoma. Res. Virol. 1996. Vol. 147. № 5. P. 267–275. 350. Krug L.T., Pozharskaya V.P., Yu Y. et al. Inhibition of infection and replication of human herpesvirus 8 in microvascular endothelial cells by alpha interferon and phosphonoformic acid. J. Virol. 2004. Vol. 78. № 15. P. 8359–8371. 351. Rheinwald J. G., Green H. Serial cultivation of strains of human epidermal keratinocytes: the formation of keratinizing colonies from single cells. Cell. 1975. Vol. 6. № 3. P. 331–343. 352. Smedts F., F. Ramaekers R. E., Leube K. et al. Expression of keratins 1, 6, 15, 16, and 20 in normal cervical epithelium, squamous metaplasia, cervical intraepithelial neoplasia, and cervical carcinoma. Am. J. Pathol. 1993. Vol. 142. № 2. P. 403-412. 353. Hume W. J., Potten C.S. Proliferative units in stratified squamous epithelium. Clin. Exp. Dermatol. 1983. Vol. 8. № 1. P. 95–106. 354. Smola H., Thiekotter G., Fusenig № E. Mutual induction of growth 197 № 2 ( 1 2 ) м а й 2 01 4 factor gene expression by epidermal-dermal cell interaction. J. Cell. Biol. 1993. Vol. 122. № 2. P. 417–429. 355. Okazaki M., Yoshimura K., Suzuki Y., Harii K. Effects of subepithelial fibroblasts on epithelial differentiation in human skin and oral mucosa: heterotypically recombined organotypic culture model. Plast. Reconstr. 2003. Vol. 112. № 3. P. 784–792. 356. Chinnathambi S., Tomanek-Chalkley A., Ludwig № et al. Recapitulation of oral mucosal tissues in long-term organotypic culture. Anat. Rec. A Discov. Mol. Cell. Evol. Biol. 2003. Vol. 270. № 2. P. 162–174. 357. Hansson A., Bloor B. K., Sarang Z. et al. Analysis of proliferation, apoptosis and keratin expression in cultured normal and immortalized human buccal keratinocytes. Eur. J. Oral. Sci. 2003. Vol. 111. № 1. P. 34–41. 358. Selvaratnam L., Cruchley A. T., Navsaria H. et al. Permeability barrier properties of oral keratinocyte cultures: a model of intact human oral mucosa. Oral. Dis. 2001. Vol. 7. № 4. P. 252–258. 359. Hildebrand H. C., Hakkinen L., Wiebe C. B., Larjava H. S. Characterization of organotypic keratinocyte cultures on de-epithelialized bovine tongue mucosa. Histol. Histopathol. 2002. Vol. 17. № 1. P. 151–163. 360. Neugebauer P., Bonnekoh B., Wevers A. et al. Human keratinocyte culture from the peritonsillar mucosa. Eur. Arch. Otorhinolaryngol. 1996. Vol. 253. № 4-5. P. 245–251.
