Введение Сильная слабость четырехглавой мышцы является определяющей... нервно-мышечных расстройств, включая спорадические миозит , мышечную дистрофию Беккера,

Доставка гена фоллистатина стимулирует рост мышечной массы и силы у приматов
Введение
Сильная слабость четырехглавой мышцы является определяющей характеристикой нескольких
нервно-мышечных расстройств, включая спорадические миозит , мышечную дистрофию Беккера,
и миотоническую дистрофию. Несмотря на прогресс в понимании патофизиологических основ
этих состояний, несколько стратегий лечения дали удовлетворительных результаты. Андрогены,
стероиды, популярные среди спортсменов, предлагают средства для повышении сил, но
представляют долгосрочные риски . Глюкокортикостероиды, применяется у пациентов с
мышечной дистрофией Дюшенна (МДД), повышение мышечной силы и функции в краткосрочной
перспективе, но их долгосрочные выгоды остаются неясными. Генные манипуляции для лечения
генетических заболеваний мышц, в том числе замена гена, пропуск экзонов, и подавление
мутаций, в настоящее время оцениваются в ранних клинических испытаниях, но долгосрочные
выгоды до сих пор не установлены. Кроме того, эти подходы не применимы к мышечным
расстройствам, которые не имеют определенного генетического дефекта. Альтернативная
стратегия, торможение миостатина , показала существенные перспективы в доклинических
исследованиях, в которых значительное увеличение мышечной массы и увеличения силы мышц
было отмечено. Миостатин является членом надсемейства сигнальных пептидов
трансформирующих факторов роста-β (TGF-β), что выражается в частности в развивающихся и
взрослых скелетных мышцах. В миогенных клетках миостатин вызывает понижающую регуляцию
Мио-D, раннего маркера дифференциации мышц и уменьшает экспрессию Pax-3 и Myf-5, которые
кодируют транскрипционные регуляторы миогенной пролиферации клеток. Миостатин действует
через рецепторы активин типа IIB (ActRIIB) в скелетных мышцах, вызывая каскад
внутриклеточных событий. После активации ко-рецепторов, с последующим последовательным
фосфорилированием TGF-β конкретных Smads, белковый комплекс транслоцируется в ядро, где
он контролирует экспрессию конкретных миогенных регуляторных генов. Ингибирование этого
пути приводит к гипертрофии мышц и увеличению силы. Действительно, введение
нейтрализующих моноклональных антител к миостатину привело к увеличению массы скелетных
мышц у мышей без излишних побочных эффектов . Этот метод был признан безопасным в
последующих клинических испытаниях, хотя увеличение дозы было ограничено кожной
гиперчувствительностью ограничивающей потенциальную эффективность. Несолько миостатинсвязывающих белков, способных регулировать деятельность миостатина, были обнаружены.
Фоллистатин является особенно надежным Антагонист миостатина и даже показал повышения
эффектов помимо тех, которые предсказаны для торможение миостатина. Это естественный
гликопротеин, который предотвращает взаимодействие миостатина с ActRIIB рецепторами ,
существует две различные изоформы (FS288 и FS315), в результате альтернативного сплайсинга
предшественника РНК . FS288, но не FS315, обуславливает функции репродуктивной физиологии
совместно с активином и ингибинами в гипоталамо-гипофизарно-гонадной системе, которая
предполагает, что FS315 был бы более надежной изоформой исключительно для воздействия на
мышцы. В предыдущем исследовании мы проверили эффекты фоллистатина в небольшой модели
на животных путем введения нормальным и дистрофическим мышам внутримышечно аденосвязанного вируса серотипа 1 (AAV1), экспрессирующего трансгенн FS344, который кодирует
белок FS315. Это лечение привело к значительному увеличению мышечной массы и силы, даже
если лечить старых мышей с повторяющимися циклами дегенерации мышц и регенерации .
Таким образом, используя сравнительно неинвазивную стратегию у мышей, мы смогли добиться
долгосрочной
экспрессии
генов, которые
положительно влияют
на мышечную
дегенерацию.Несмотря на безопасность и мощные миостатин-ингибирующие эффекты AAV1FS344 у мышей, такие результаты не обязательно применимы к человеку. Поэтому мы расширили
наш FS344 технологии переноса генов у не-человеческих приматов, яванских макак (Macaca
fascicularis). Мы сообщаем, что введение AAV1-FS344 хорошо переносилась всеми макаками и
привело к увеличению мышечной массы и силы.
Результаты
Доставка генов к мышцам
Мы вводили вектор AAV1-FS344 под контролем повсеместного промотора цитомегаловируса
(ЦМВ-FS) или промотора креатинкиназы в мышцах (МСК-FS), которая обеспечивает мышцы
конкретное выражение генов, в правой четырехглавой мышце шести нормальных макак. Короче
говоря, каждое животное получило три 500-мкл доз вектора, вводимых с 3-см интервалом по
диагональной линии, идущей от проксимального конца (7 см ниже паховой связки) к середине
четырехглавой мышцы. Эта модель была предназначена для обеспечения воздействия вектора на
соседние мышцы: медиальную широкую мышцу бедра, прямую мышцу бедра и латеральную
широкую мышцу (рис. 1А). В общей дозе 1 × 1013 геномов вектора вводили в мышцы.Продукт
человеческих FS344 трансгенов, используемые в этих исследованиях имеет 98% гомологии с
фоллистатином
у
нечеловеческих приматов. Во всех сравнениях
контралатеральная
четырехглавая мышца
служила
отрицательным контролем. Для контроля за любыми
отдаленными
последствиями
естественного фоллистатина , мы провели параллельные
исследования у подобранных по возрасту макак, не получавших лечение. Потому что перенос
генов может нарушить иммунную систему, как показано в доклинических исследованиях и
человеческих испытаниях генной терапии , мы давали животным
иммунодепрессанты:
такролимус (2,0 мг / кг) и микофенилат мофетил (50 мг / кг), начиная за 2 недели до введения
вектора.
Для оценки биоактивности AAV1-FS344В CMV-FS (п = 3) и МСК-FS (п = 3) когорт, мы
проводили вскрытие одной макаки в 5 месяцев и двух через 15 месяцев после введения вектора, а
затем измеряли концентрацию человеческого фоллистатина в четырехглавой
мышцы каждого животного. Три CMV-FS-обработанных приматов показали
увеличение фоллистатина (> 20 нг на миллиграмм ткани) как на 5 и 15 месяцев после переноса
генов, в отличие от минимального повышения концентрации в MCK-FS-группе (рис. 1В ).Мы
также измеряли внешние окружности мышц бедра в середине четырехглавой мышцы каждые 4
недели после переноса генов через неделю (перед любым вскрытием). Макаки в CMV-FS группе
показали 15% увеличение окружности четырехглавой мышцы по сравнению с исходными (P =
0,01) через 8 недель после лечения, с последующим ростом стабилизации через неделю (рис. 1в).
Хотя размер мышцы увеличился на 10% (P = 0,02) в МСК-FS группе, этот положительный
эффект был задержан по отношению к CMV-FS группе (12 недель по сравнению с 8 неделями), а
на 16-й неделе, было перекрытие между измерением четырехглавой мышцы в МСК-FS группе и
необработанным контролем. Успехи достигнутые с AAV1-FS344 были сохранены от 20 недели
до 60 недели после лечения ЦМВ-FS [20,5 ± 1,15 см (SEM) в 20 недель (п = 3) по сравнению с
21,75 см на 60 недель (п = 2 )] и МСК-FS [18,17 ± 0,46 см (SEM) в 20 недель (п = 3) по сравнению с
19,75 см на 60 недель (п = 2)] без заметной потери. Расширение четырехглавой мышцы у этих
животных было достаточно, чтобы по достоинству оценить изменения четырехглавой мышцы во
время вскрытия (5 месяцев после инъекции) (рис. 1D).Вместе, результаты показывают, что
экспрессия трансгенов FS344 под контролем промотора CMV дает больший результат, чем с
MCK промоутером, что приводит к более надежному увеличению в размерах четырехглавой
мышцы. Гистологическое сравнение контроля и получавшей лечение четырехглавой мышцы
показало увеличение среднего диаметра волокна в 20 недель и в CMV-FS [87,7 ± 1,30 мкм (SEM),
P = 0,001)] и МСК-FS (73,0 ± 0,74 мкм, Р = 0,04) группы (п = 3 каждый) по сравнению с
необработанным контролем (65,5 ± 0,62 мкм) (рис. 2, А и В, а на рис. S1A). Лечение в первую
очередь воздействовало на быстро сокращающиеся окислительных гликолитические волокна 2а
типа и быстро сокращающиеся волокна
2b типа. Миофибриллярное окрашивание
аденозинтрифосфатазы (АТФазы) (рН 4,6) показало увеличение среднего диаметра и типа 2а
[ЦМВ-FS: 85,4 ± 2,13 мкм (SEM), P <0,001; MCK-FS: 71,4 ± 2,53 мкм, P = не значительное (нс), по
сравнению с контрольной, 66,3 ± 1,15 мкм] и 2b [ЦМВ-FS: 102,3 ± 1,13 мкм (SEM), P <0,001;
MCK-FS: 79,3 ± 0,56 мкм, P = нс, по сравнению с контрольной, 77,0 ± 0,95 мкм] волокон без
изменения в соотношении типов мышечных волокон (типов 1, 2а, 2б и каждое из которых
представлено около одной трети от общего числа волокон) (рис. 2, С-Е, и рис. S1B). Таким
образом, повышение 2 типа волокон при CMV-FS лечении может увеличить силу волокна,
используемого для поддержания положения стоя или компенсации коленной слабости.
Корреляция с мышечной силой.
В принципе расширения мышцы , которые мы наблюдали, как ожидается, коррелируют с
увеличением мышечной силы. Этот прогноз может быть технически сложным, чтобы проверить у
макак, нуждающихся для измерения силы четырехглавой мышцы в анестезии животных. Тем не
менее, мы оценивали мышечную силу у двух CMV-FS и двух МСК-FS макак путем сравнения
измерений для обработанных ног с контралатеральной необработанной стороной (технические
проблемы помешали интерпретации данных для второй CMV-FS макаки). Измерение силы
обработанных мышц двух МСК-FS макак показали 11,8% и 35,7% увеличение, соответственно, по
отношению к результатам с противоположной необработанной стороны (табл. 1).Эти же животные
показали 12,3% и 77,9% рост тетанической силы на измерениях по сравнению с необработанной
стороной. У одной CMV-FS макаки сила увеличилась на 26,3% и тетаническая сила на 12,5%.
Наибольший процент увеличения сил был найден в четырехглавой мышцы МСК-FS макаки
(МСК-FS # 2, таблица 1). Этот результат может означать, что увеличение размера мышц после
лечения не обязательно приводит к пропорциональному увеличению силы, как мы уже видели
при
других подходах к торможению миостатина. Дополнительные исследования будут
необходимы, чтобы решить эту проблему, но повышение формирования сил после лечения как с
CMV-FS и МСК-FS поддерживает клинические усилия для улучшения мышечной массы и силы.
Отсутствие иммунного ответа на перенос генов.
Несмотря на получение иммуносупрессивных препаратов для МСК-FS и CMV-FS-обработанных
макак, мы не могли быть уверены, что мы избежали иммунного ответа на AAV капсид и
человеческий фоллистатин. Таким образом, мы провели анализ для выявления антигениндуцированной секреции цитокинов Т-клеток, выделенных ежемесячно от мононуклеарных
клеток периферической крови (МНПК). Ни разу в ходе исследования же мы наблюдаем антигенспецифического интерферона-γ (ИФН-γ) на фоллистатин или AAV1 капсид (рис. 3) в МСК-FS
или CMV-FS группах; этот вывод предполагает, что в условиях этого
эксперимента, терапия FS344 не вызывают иммунного ответа.
Отсутствие токсичности экспрессируемых трансгенов.
Чтобы оценить долгосрочную безопасность такого лечения, мы провели гематологические и
биохимические анализы каждые 4 недели в течение 15-месячного исследования. Ни МСК-FS, ни
ЦМВ-FS группы (п = 3 каждый) не показали патологических изменений от исходного уровня в
печени, почках, или функции мышц или кроветворении (табл. 2). Нормальные концентрации в
сыворотке крови креатинкиназы подтвердила гистологические исследования скелетных и
сердечной мышцы, демонстрируя, что перенос гена не вызывает распад мышечного волокна (рис.
4). У макак женского пола
CMV-FS или МСК-FS группах (п = 1 каждая) поддерживается
нормальный менструальный цикл на протяжении всего исследования, а сперма изолированая от
CMV-FS макак мужского пола показала нормальные характеристики (таблицы S1 и S2 и рис. S2).
Кроме того, концентрации фолликулостимулирующего гормона (ФСГ), лютеинизирующего
гормона (ЛГ), эстрадиола и тестостерона оставались в пределах нормальных физиологических
концентраций по сравнению с исходными значениями. Мы нашли небольшое увеличение
эстрадиола и ЛГ концентрации у одной макаки (МСК-FS # 2), однако, они были в пределах нормы
и в пределах нормальных колебаний (табл. 3). Полное вскрытие было выполнено у всех макак на
5 или 15 месяца после лечения. Для дальнейшей оценки эффекта переноса генов на ключевые
органы, мы собрали сердце, печень, легкие, селезенка, почки, семенники, яичники, и матку и
обработали срезы тканей путем окрашивания гематоксилином и эозином (H & E) для
гистопатологического анализа. Экспертиза показала, что сердце было нормального размера в у
обоих обработанных и необработанных макак. Кроме того, на окрашенных срезах ткани сердца,
кардиомиоциты не показали
гипертрофии (рис. 4). Морфометрический анализ не выявил
различий в диаметре кардиомиоцитов среди CMV-FS, МСК-FS, и контрольных животных [28,78 ±
0,71 мкм (SEM) по сравнению с 28,17 ± 0,50 мкм против 29,7 ± 1,03 мкм соответственно] (рис. 4В).
Кроме того, ни один из других исследованных органов не было нарушений, которые могут быть
связаны с переносом генов. Эти данные свидетельствуют о долгосрочной безопасности AAV1FS344 терапии под контролем промотора CMV или MCK у нечеловеческих приматов.
Дискуссия.
В данном исследовании терапия изоформой человеческого фоллистатина при помощи AAV1
вектора четырехглавой мышцы бедра у макак привела к увеличению размера и силы мышц.
Экспрессия трансгенов, FS344 комплементарной ДНК (кДНК), которая кодирует растворимые
циркулирующие 315-аминокислот белка фоллистатина , воздействует только на скелетные
мышцы, вероятность эффекта на не-мышечную ткань низкая, из-за плохого сродства FS344 к
сайтам связывания гепарансульфат протеогликанов на клеточных поверхностях . Мы не
наблюдали, связанных с лечением патологических изменений в основных органах и системах на
основе химического анализа сыворотки или путем прямого гистологического исследования. Наши
результаты также показывают, что AAV1-FS344 лечение, кажется, не мешают репродуктивной
физиологии приматов, так как сывороточный эстрадиол, тестостероа, ЛГ, ФСГ остаются
похожими на базовые на протяжении всего исследования. Рост мышц был очевиден, как в МСКFS и CMV-FS группах в течение первых 12 недель после лечения, после чего темпы роста
стабилизировались. Этот результат позволяет предположить, что после пика увеличения роста,
обратная связь поддерживает увеличенные волокна мышц при предотвращении
неконтролируемого роста. Эта модель согласуется с наблюдениями спонтанного торможение
миостатина у крупного рогатого скота или мышей, лишенных гена миостатина. CMV-FS имел
наибольшее влияние на размер мышц, которое предполагает, что доза фоллистатина является
важным и что промотор CMV превосходит МСК промотор для высокого уровня экспрессии
трансгенов в мышцах.
Возможность использования AAV1-FS344 для укрепления мышц имеет важное значение для
пациентов с мышечными заболеваниями. При МДД, наиболее распространенной тяжелой формой
детской мышечной дистрофии, экспериментальные и клинические стратегии замены гена
использовали небольшую кДНК дистрофина , рассчитаную на установку AAV векторов. Кoдоставка небольшого фрагмента дистрофина со вторым способствующим росту агентом
инсулин-подобного фактора роста 1 в результате полного функционального восстановления у
MDX мышей. Мы полагаем, что FS344 могли бы выполнить такую же роль при совместной
поставке с дистрофином. Другие формы мышечной дистрофии могут также реагировать на FS344
генную терапию. Наконец, генная терапия, которую мы описываем, может быть полезна против
приобретенных заболеваний, таких как спорадический миозит тела, при котором слабость
четырехглавой мышцы является важной причиной инвалидности.Несмотря на благотворное
влияние генной терапии, что мы показали у макак, эти животные не имеют дегенеративных
заболевания мышц, и поэтому наши результаты не могут переводить успешно клинически
эффективные методы лечения таких заболеваний. В частности, генетические нарушения
мышечных циклов дегенерации и регенерации, что может привести к потере AAV1 вектора,
следовательно, уменьшению терапевтической эффективности. Тем не менее, есть данные о том,
что это не может составлять проблему и что AAV1-FS344 терапия на самом деле может быть
полезной у пациентов. Во-первых, торможение миостатина AAV1-FS344 приводит к увеличению
размера и силы мышц и снижает сывороточную креатинкиназу у MDX мышей, несмотря на
выраженные циклы дегенерации мышц у этой животной модели. Преимущества AAV1-FS344
лечения сохраняется в течение более чем года у этих мышей, что свидетельствует о том, как
мышечная сила и размер увеличился. Кроме того, у человека с МДД количество мышечных
волокон подвергшихся регенерации в любой момент времени очень ограничено по сравнению с
мышью MDX . Во-вторых, при другой болезни, которая может быть обработана AAV1-FS344 ,
например, спорадический миозит тела, патологический процесс идет очень медленно, и
передвижение сохраняется в среднем 13 ± 8 лет после начала заболевания . Основная цель
нашего подхода генной терапии является восстановление четырехглавой мыш
Ссылки:
1. Sjöqvist F, Garle M, Rane A. Use of doping agents, particularly anabolic steroids, in sports and society.
Lancet. 2008;371:1872–1882. [PubMed]
2. Mendell JR, Moxley RT, Griggs RC, Brooke MH, Fenichel GM, Miller JP, King W, Signore L, Pandya S,
Florence J. Randomized, double-blind six-month trial of prednisone in Duchenne’s muscular dystrophy.
N Engl J Med. 1989;320:1592–1597. [PubMed]
3. Moxley RT, III, Ashwal S, Pandya S, Connolly A, Florence J, Mathews K, Baumbach L, McDonald C,
Sussman M, Wade C. Quality Standards Subcommittee of the American Academy of Neurology; Practice
Committee of the Child Neurology Society, Practice parameter: Corticosteroid treatment of Duchenne
dystrophy: Report of the Quality Standards Subcommittee of the American Academy of Neurology and
the Practice Committee of the Child Neurology Society. Neurology. 2005;64:13–20. [PubMed]
4. Manzur AY, Kuntzer T, Pike M, Swan A. Glucocorticoid corticosteroids for Duchenne muscular
dystrophy. Cochrane Database Syst Rev. 2008;23:CD003725. [PubMed]
5. Mendell JR, Rodino-Klapac LR, Rosales-Quintero X, Kota J, Coley BD, Galloway G, Craenen JM, Lewis S,
Malik V, Shilling C, Byrne BJ, Conlon T, Campbell KJ, Bremer WG, Viollet L, Walker CM, Sahenk Z, Clark
KR. Limb-girdle muscular dystrophy type 2D gene therapy restores a-sarcoglycan and associated
proteins. Ann Neurol. 2009;66:290–297. [PubMed]
6. Cerletti M, Negri T, Cozzi F, Colpo R, Andreetta F, Croci D, Davies KE, Cornelio F, Pozza O, Karpati G,
Gilbert R, Mora M. Dystrophic phenotype of canine X-linked muscular dystrophy is mitigated by
adenovirus-mediated utrophin gene transfer. Gene Ther. 2003;10:750–757. [PubMed]
7. Gregorevic P, Allen JM, Minami E, Blankinship MJ, Haraguchi M, Meuse L, Finn E, Adams ME, Froehner
SC, Murry CE, Chamberlain JS. rAAV6-microdystrophin preserves muscle function and extends lifespan in
severely dystrophic mice. Nat Med. 2006;12:787–789. [PubMed]
8. Gregorevic P, Blankinship MJ, Allen JM, Crawford RW, Meuse L, Miller DG, Russell DW, Chamberlain
JS. Systemic delivery of genes to striated muscles using adeno-associated viral vectors. Nat Med.
2004;10:828–834. [PMC free article] [PubMed]
9. Aartsma-Rus A, Kaman WE, Weij R, den Dunnen JT, van Ommen GJ, van Deutekom JC. Exploring the
frontiers of therapeutic exon skipping for Duchenne muscular dystrophy by double targeting within one
or multiple exons. Mol Ther. 2006;14:401–407. [PubMed]
10. van Deutekom JC, Janson AA, Ginjaar IB, Frankhuizen WS, Aartsma-Rus A, Bremmer-Bout M, den
Dunnen JT, Koop K, van der Kooi AJ, Goemans NM, de Kimpe SJ, Ekhart PF, Venneker EH, Platenburg GJ,
Verschuuren JJ, van Ommen GJ. Local dystrophin restoration with antisense oligonucleotide PRO051. N
Engl J Med. 2007;357:2677–2686. [PubMed]
11. Barton-Davis ER, Cordier L, Shoturma DI, Leland SE, Sweeney HL. Aminoglycoside antibiotics restore
dystrophin function to skeletal muscles of mdx mice. J Clin Invest. 1999;104:375–381. [PMC free article]
[PubMed]
12. Tawil R. Facioscapulohumeral muscular dystrophy. Neurotherapeutics. 2008;5:601–606. [PMC free
article] [PubMed]
13. Lee SJ, Reed LA, Davies MV, Girgenrath S, Goad ME, Tomkinson KN, Wright JF, Barker C, Ehrmantraut
G, Holmstrom J, Trowell B, Gertz B, Jiang MS, Sebald SM, Matzuk M, Li E, Liang LF, Quattlebaum E,
Stotish RL, Wolfman NM. Regulation of muscle growth by multiple ligands signaling through activin type
II receptors. Proc Natl Acad Sci USA. 2005;102:18117–18122. [PMC free article] [PubMed]
14. Lee SJ, McPherron AC. Regulation of myostatin activity and muscle growth. Proc Natl Acad Sci USA.
2001;98:9306–9311. [PMC free article] [PubMed]
15. Lee SJ. Regulation of muscle mass by myostatin. Annu Rev Cell Dev Biol. 2004;20:61–86. [PubMed]
16. Wagner KR, McPherron AC, Winik N, Lee SJ. Loss of myostatin attenuates severity of muscular
dystrophy in mdx mice. Ann Neurol. 2002;52:832–836. [PubMed]
17. Rodino-Klapac LR, Haidet AM, Kota J, Handy C, Kaspar BK, Mendell JR. Inhibition of myostatin with
emphasis on follistatin as a therapy for muscle disease. Muscle Nerve. 2009;39:283–296. [PMC free
article] [PubMed]
18. McPherron AC, Lawler AM, Lee SJ. Regulation of skeletal muscle mass in mice by a new TGF-β
superfamily member. Nature. 1997;387:83–90. [PubMed]
19. Langley B, Thomas M, Bishop A, Sharma M, Gilmour S, Kambadur R. Myostatin inhibits myoblast
differentiation by down-regulating MyoD expression. J Biol Chem. 2002;277:49831–49840. [PubMed]
20. Rebbapragada A, Benchabane H, Wrana JL, Celeste AJ, Attisano L. Myostatin signals through a
transforming growth factor β-like signaling pathway to block adipogenesis. Mol Cell Biol. 2003;23:7230–
7242. [PMC free article] [PubMed]
21. Massagué J, Wotton D. Transcriptional control by the TGF-β/Smad signaling system. EMBO J.
2000;19:1745–1754. [PMC free article] [PubMed]
22. Bogdanovich S, Krag TO, Barton ER, Morris LD, Whittemore LA, Ahima RS, Khurana TS. Functional
improvement of dystrophic muscle by myostatin blockade. Nature. 2002;420:418–421. [PubMed]
23. Wagner KR, Fleckenstein JL, Amato AA, Barohn RJ, Bushby K, Escolar DM, Flanigan KM, Pestronk A,
Tawil R, Wolfe GI, Eagle M, Florence JM, King WM, Pandya S, Straub V, Juneau P, Meyers K, Csimma C,
Araujo T, Allen R, Parsons SA, Wozney JM, Lavallie ER, Mendell JR. A phase I/II trial of MYO-029 in adult
subjects with muscular dystrophy. Ann Neurol. 2008;63:561–571. [PubMed]
24. Lee SJ. Quadrupling muscle mass in mice by targeting TGF-β signaling pathways. PLoS One.
2007;2:e789. [PMC free article] [PubMed]
25. Shimasaki S, Koga M, Esch F, Cooksey K, Mercado M, Koba A, Ueno N, Ying SY, Ling N, Guillemin R.
Primary structure of the human follistatin precursor and its genomic organization. Proc Natl Acad Sci
USA. 1988;85:4218–4222. [PMC free article] [PubMed]
26. Shimasaki S, Koga M, Esch F, Mercado M, Cooksey K, Koba A, Ling N. Porcine follistatin gene
structure supports two forms of mature follistatin produced by alternative splicing. Biochem Biophys
Res Commun. 1988;152:717–723. [PubMed]
27. Hashimoto O, Nakamura T, Shoji H, Shimasaki S, Hayashi Y, Sugino H. A novel role of follistatin, an
activin-binding protein, in the inhibition of activin action in rat pituitary cells. Endocytotic degradation of
activin and its acceleration by follistatin associated with cell-surface heparan sulfate. J Biol Chem.
1997;272:13835–13842. [PubMed]
28. Sumitomo S, Inouye S, Liu XJ, Ling N, Shimasaki S. The heparin binding site of follistatin is involved in
its interaction with activin. Biochem Biophys Res Commun. 1995;208:1–9. [PubMed]
29. Haidet AM, Rizo L, Handy C, Umapathi P, Eagle A, Shilling C, Boue D, Martin PT, Sahenk Z, Mendell JR,
Kaspar BK. Long-term enhancement of skeletal muscle mass and strength by single gene administration
of myostatin inhibitors. Proc Natl Acad Sci USA. 2008;105:4318–4322. [PMC free article] [PubMed]
30. Sabatino DE, Mingozzi F, Hui DJ, Chen H, Colosi P, Ertl HC, High KA. Identification of mouse AAV
capsid-specific CD8+ T cell epitopes. Mol Ther. 2005;12:1023–1033. [PubMed]
31. Chen J, Wu Q, Yang P, Hsu HC, Mountz JD. Determination of specific CD4 and CD8 T cell epitopes
after AAV2- and AAV8-hF.IX gene therapy. Mol Ther. 2006;13:260–269. [PubMed]
32. Gao G, Lu Y, Calcedo R, Grant RL, Bell P, Wang L, Figueredo J, Lock M, Wilson JM. Biology of AAV
serotype vectors in liver-directed gene transfer to nonhuman primates. Mol Ther. 2006;13:77–87.
[PubMed]
33. Manno CS, Pierce GF, Arruda VR, Glader B, Ragni M, Rasko JJ, Ozelo MC, Hoots K, Blatt P, Konkle B,
Dake M, Kaye R, Razavi M, Zajko A, Zehnder J, Rustagi PK, Nakai H, Chew A, Leonard D, Wright JF,
Lessard RR, Sommer JM, Tigges M, Sabatino D, Luk A, Jiang H, Mingozzi F, Couto L, Ertl HC, High KA, Kay
MA. Successful transduction of liver in hemophilia by AAV-Factor IX and limitations imposed by the host
immune response. Nat Med. 2006;12:342–347. [PubMed]
34. Amthor H, Macharia R, Navarrete R, Schuelke M, Brown SC, Otto A, Voit T, Muntoni F, Vrbóva G,
Partridge T, Zammit P, Bunger L, Patel K. Lack of myostatin results in excessive muscle growth but
impaired force generation. Proc Natl Acad Sci USA. 2007;104:1835–1840. [PMC free article] [PubMed]
35. Schneyer AL, Wang Q, Sidis Y, Sluss PM. Differential distribution of follistatin isoforms: Application of
a new FS315-specific immunoassay. J Clin Endocrinol Metab. 2004;89:5067–5075. [PubMed]
36. Sugino K, Kurosawa N, Nakamura T, Takio K, Shimasaki S, Ling N, Titani K, Sugino H. Molecular
heterogeneity of follistatin, an activin-binding protein. Higher affinity of the carboxyl-terminal truncated
forms for heparan sulfate proteoglycans on the ovarian granulosa cell. J Biol Chem. 1993;268:15579–
15587. [PubMed]
37. McPherron AC, Lee SJ. Double muscling in cattle due to mutations in the myostatin gene. Proc Natl
Acad Sci USA. 1997;94:12457–12461. [PMC free article] [PubMed]
38. Harper SQ, Hauser MA, DelloRusso C, Duan D, Crawford RW, Phelps SF, Harper HA, Robinson AS,
Engelhardt JF, Brooks SV, Chamberlain JS. Modular flexibility of dystrophin: Implications for gene
therapy of Duchenne muscular dystrophy. Nat Med. 2002;8:253–261. [PubMed]
39. Abmayr S, Gregorevic P, Allen JM, Chamberlain JS. Phenotypic improvement of dystrophic muscles
by rAAV/microdystrophin vectors is augmented by Igf1 codelivery. Mol Ther. 2005;12:441–450.
[PubMed]
40. Griggs RC, Askanas V, DiMauro S, Engel A, Karpati G, Mendell JR, Rowland LP. Inclusion body myositis
and myopathies. Ann Neurol. 1995;38:705–713. [PubMed]
41. Bradley WG, Hudgson P, Larson PF, Papapetropoulos TA, Jenkison M. Structural changes in the early
stages of Duchenne muscular dystrophy. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 1972;35:451–455. [PMC free
article] [PubMed]
42. Badrising UA, Maat-Schieman ML, van Houwelingen JC, van Doorn PA, van Duinen SG, van Engelen
BG, Faber CG, Hoogendijk JE, de Jager AE, Koehler PJ, de Visser M, Verschuuren JJ, Wintzen AR. Inclusion
body myositis. Clinical features and clinical course of the disease in 64 patients. J Neurol.
2005;252:1448–1454. [PubMed]
43. Rose MR, McDermott MP, Thornton CA, Palenski C, Martens WB, Griggs RC. A prospective natural
history study of inclusion body myositis: Implications for clinical trials. Neurology. 2001;57:548–550.
[PubMed]
44. Ferrari FK, Xiao X, McCarty D, Samulski RJ. New developments in the generation of Ad-free, high-titer
rAAV gene therapy vectors. Nat Med. 1997;3:1295–1297. [PubMed]
45. Foust KD, Nurre E, Montgomery CL, Hernandez A, Chan CM, Kaspar BK. Intravascular AAV9
preferentially targets neonatal neurons and adult astrocytes. Nat Biotechnol. 2009;27:59–65. [PMC free
article] [PubMed]
46. Clark KR, Liu X, McGrath JP, Johnson PR. Highly purified recombinant adeno-associated virus vectors
are biologically active and free of detectable helper and wild-type viruses. Hum Gene Ther.
1999;10:1031–1039. [PubMed]
Переведено роектом МОЙМИО www.mymio.org
Оригинал статьи http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC2852878/?tool=pubm